Bau Microdrive Arrays für chronische Neural Recordings in Awake benimmt Mäuse
Summary
Die Konstruktion und Montage von Mikroantriebe für in vivo elektrophysiologischen Aufnahmen von Gehirn Signale von der Maus beschrieben. Durch das Anbringen Mikroelektroden Bundles robust fahrbare Träger erlauben diese Techniken für die langfristige und stabile neuronale Aufnahmen. Das leichte Design ermöglicht uneingeschränkte Verhaltensleistung durch das Tier folgende Laufwerk Implantation.
Abstract
State-of-the-art elektrophysiologischen Ableitungen aus den Gehirnen von frei lebenden Tier den Forschern erlauben, gleichzeitig zu untersuchen lokalen Feldpotentiale (LFPs) aus Populationen von Neuronen und Aktionspotentiale von einzelnen Zellen, wie das Tier greift in experimentell relevanten Aufgaben. Chronisch implantierten Kleinstantrieben ermöglichen Gehirn Aufnahmen über einen Zeitraum von mehreren Wochen dauern. Miniaturisierte Antriebe und Leichtbau-Komponenten erlauben für diese langfristige Aufnahmen in kleinen Säugetieren, wie Mäusen auftreten. Durch die Verwendung Tetroden, die aus dicht geflochtenen Bündeln von vier Elektroden in der jeder Draht einen Durchmesser von 12,5 um bestehen, ist es möglich, physiologisch aktiven Neuronen in oberflächlichen Hirnregionen wie der Großhirnrinde, dorsalen Hippocampus und subiculum isolieren, sowie als tiefere Regionen wie dem Striatum und der Amygdala. Darüber hinaus gewährleistet diese Technik stabil, high-fidelity neuronalen Aufnahmen als das Tier mit einem Sorten in Frage gestellt wirdty von Verhaltens-Aufgaben. Dieses Manuskript beschreibt verschiedene Techniken, die optimiert wurden, um aus dem Gehirn der Maus aufzeichnen. Zuerst zeigen wir, wie man Tetroden herzustellen, laden Sie sie in fahrbaren Rohre und Gold-Platte ihre Tipps, um ihre Impedanz von MOhm reduzieren kOhm Bereich. Zweitens zeigen wir, wie Sie eine benutzerdefinierte Microdrive Montage zum Tragen und Bewegen der Tetroden vertikal, mit dem Einsatz von kostengünstigen Materialien zu konstruieren. Drittens zeigen wir die Schritte zur Montage eines handelsüblichen Microdrive (Neuralynx VersaDrive) die entworfen, um unabhängig bewegliche Tetroden tragen wird. Schließlich präsentieren wir repräsentative Ergebnisse der lokalen Feldpotentiale und Single-Unit-Signale in der dorsalen subiculum von Mäusen erhalten. Diese Techniken können leicht modifiziert werden, um verschiedene Arten von Elektroden-Arrays und Aufzeichnungsschemata im Gehirn der Maus unterzubringen.
Introduction
Die Nutzung der Mikroelektroden-Technik zum Aufzeichnen extrazelluläre neuronale Signale in vivo hat eine lange und geschätzte Tradition in der Neurowissenschaft 1, 2. Die Fähigkeit, elektrische Aktivität von vielen Hirnregionen in frei lebenden Tier aufzunehmen ist allerdings eine neuere Technologie, die immer häufiger als der Software-Pakete für die Erfassung, Analyse und Diskriminierung von neuronalen Signalen wird immer ausgefeilter und benutzerfreundlicher 3, 4. Die technologischen Fortschritte auf der Software-Seite sind auch durch Reduzierung des Gewichts und der Großteil der implantierbare Geräte, die festgelegt wurden, ausreichend für die Aufnahme in kleine Säugetiere wie Mäuse skaliert begleitet. Durch die Verwendung von leichten (meist aus Kunststoff)-Komponenten, sind die Forscher in der Lage, die für Kleinstantrieben unabhängige Positionierung der Elektroden oder Tetroden, um eine Vielzahl von Hirnregionen 5-7 gezielt erlauben konstruieren. Selbst tiefe Strukturen des Gehirns, wie derAmygdala 6 und das Striatum 5, kann routinemäßig mit der Auswahl eines entsprechend langen Antriebsschraube ausgerichtet sein. Diese Aufnahmetechnik Forschern erlauben, High-Fidelity-neuronale Signale zu erhalten und sind im Register mit der elektrischen Aktivität einzelner Neurone aufgezeichnet intrazellulär 8, 9. Mit diesen Arten von Mikroantriebe, haben wir erfolgreich ein-Einheiten von Mäusen aufgezeichnet für bis zu zwei Monate nach der Implantation 10. Darüber hinaus hat die leichte Art der Geräte (ca. 1,5-2,0 g) in Verhaltensleistung, die vergleichbar mit nicht-implantierten Mäuse in vielen Verhaltensstörungen Aufgaben geführt. Insbesondere haben wir gezeigt, dass Mäuse implantiert normale Leistung zeigen in dem Roman Objekterkennung Aufgabe 10 und dem Objekt Platz Task (unveröffentlichte Daten).
Die Verwendung von Microdrives gekoppelt mehrere Tetroden ermöglicht es den Forschern zu überwachen und zu analysieren neuronale Aktivität auf der Netzebeneaber auch die Aufnahme von mehreren Single-Einheiten innerhalb des Gehirns. Recording mit diesen Tetroden hat mehrere große Vorteile für Einheit Zwecke der Identifizierung und ermöglicht die hohe Genauigkeit Erwerb und Diskriminierung von mehreren Single-Einheiten 11. Wir beschreiben, wie zu fabrizieren und Gold-Platte tetrode bündelt und anschließend laden Sie sie in fahrbaren Elektrode Träger. Eine Art von Antrieb Träger beschreiben wir im Handel erhältlich ist und das andere ist ein einfaches, aber leicht erweiterbar, Antriebskonzept, dass mehrere Träger und tetrode Regelungen ohne eine signifikante Investition von Ressourcen aufnehmen kann.
Protocol
Representative Results
Discussion
Wir haben eine Reihe von Techniken zur Konstruktion leicht und kompakt microdrives für die Aufnahme von extrazellulärem Einheit und Feldpotential Aktivität bei Mäusen beschrieben. Durch den Aufbau von benutzerdefinierten Kleinstantrieben mit Basen aus Acrylglas (Methylmethacrylat) gestaltet, können die Core-System leicht für mehrere Laufwerke und für das Targeting von einer Vielzahl von neuronalen Regionen angepasst werden. Wir haben erfolgreich das System zur Aufzeichnung von mehreren Zielen und Gehirn mit grö?…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wir danken Daniel Carpi für seine Hilfe und frühen Beiträge zu diesem Projekt. Wir danken auch Lucrecia Novoa für ihre Unterstützung mit Kunstwerken und Bildern. Diese Arbeit wurde vom NIH / NIAID Programm Zuschuss 5P01AI073693-03 unterstützt.
Materials
| Name of Reagent/Material | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.0005″ (12.5 μM) diameter Platinum-Iridium wire | California Fine Wire | CFW#100-167 | HML VG insulated www.calfinewire.com |
| 0.002″ (50 μM) diameter Stableohm 675 wire | California Fine Wire | CFW# 100-188 | HML insulated Ni-Cr |
| polyamide tubing | Polymicro Technologies | 1068150020 | 99 micron I.D., 166 micron O.D. www.polymicro.com |
| brass guides | World Plastics Inc | 3.3 x 6.6 mm | |
| Delrin blocks | World Plastics Inc | 3.13 x 2.5 mm | |
| Fillister head brass screws | J.I. Morris Co. | 00-90 x 1/2 | drive screw www.jimorrisco.com |
| hex brass nuts | J.I. Morris Co. | 00-90 | |
| Fillister head brass screws | J.I. Morris Co. | 000-120 x 3/32 | EIB mount and ground screw |
| plexiglass acrylic | Canal Street Plastics | 5 mm thick, clear, www.cpcnyc.com | |
| cyanoacrylate | Krazy Glue | 2 g tube | |
| electronic interface board | Neuralynx | EIB-18 | www.neuralynx.com |
| non-cyanide gold solution | SIFCO | SIFCO 5355 | www.sifcoasc.com |
| VersaDrive 4 | Neuralynx | four tetrode model | |
| tetrode assembly station | Neuralynx | ||
| motorized tetrode spinner | Neuralynx | tetrode spinner 2.0 | |
| VersaDrive jig | Neuralynx | ||
| soldering iron | Radio Shack | 64-2802B | www.radioshack.com |
| nanoZ | Neuralynx | ||
| small bit drill/driver | Ram Products | Rampower 35 | with footpedal controller, www.ramprodinc.com |
| drill bits | Small Parts, Inc. | 3/32″ bits, www.smallpartsinc.com | |
| dissecting microscope | Olympus | SZ-60 | www.olympusamerica.com |
| heat gun | Alphawire | Fit gun 3 | use setting “1” only, www.alphawire.com |
| 26 AWG copper wire | Arcor Electronics | F26 | for ground wires, www.arcorelectronics.com |
| soldering flux | Eagle | 2 oz, #205 | |
| 0.02″ diameter solder | Kester | 24-6337-0010 | www.kester.com |
| benchtop vise | Vacu-Vise | Model 300 | |
| fiber optic light | Nikon | MKII | dual light arms, www.nikon.com |
| 5-min epoxy | Allied Electronics | 25 ml, www.alliedelec.com | |
| fine tweezers | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-4907, RS-5010 | INOX material, www.roboz.com |
| micro dissecting scissors | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5880 |
Table 1. Materials and reagents used for constructing tetrodes and microdrives.
Riferimenti
- Recce, M. L., O’Keefe, J. The tetrode: a new technique for multi-unit extracellular recording. Soc. Neurosci. Abstr. 15, 1250 (1989).
- O’Keefe, J., Recce, M. Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm. Hippocampus. 3, 317-330 (1993).
- Chen, G., Wang, L. P., Tsien, J. Z. Neural population-level memory traces in the mouse hippocampus. PLoS ONE. 4 (12), e8256 (2009).
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents — EEG, ECoG, LFP, and spikes. Nat. Rev. Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
- Tort, A. B., Kramer, M. A., et al. Dynamic cross-frequency coupling of local field potential oscillations in rat striatum and hippocampus during performance of a T-maze task. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 105 (51), 20517-20522 (2008).
- Seidenbecher, T., Laxmi, R., et al. Amygdalar and hippocampal theta rhythm synchronization during fear memory retrieval. Science. 301 (5634), 846-850 (2003).
- Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. J. Neurophysiol. 100 (4), 2430-2440 (2008).
- Harris, K. D., Henze, D. A., et al. Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements. J. Neurophysiol. 84 (1), 401-414 (2000).
- Henze, D. A., Borhegyi, Z., et al. Intracellular features predicted by extracellular recordings in the hippocampus in vivo. J. Neurophysiol. 84 (1), 390-400 (2000).
- Chang, E. H., Huerta, P. T. Neurophysiological correlates of object recognition in the dorsal subiculum. Front. Behav. Neurosci. 6, 46 (2012).
- Gray, C. M., Maldonado, P. E., et al. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. J. Neurosci. Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).
- O’Keefe, J., Dostrovsky, J. The hippocampus as a spatial map. Preliminary evidence from unit activity in the freely-moving rat. Brain Res. 34 (1), 171-175 (1971).
- Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).
- Buzsáki, G. . Rhythms of the Brain. , (2006).
- McHugh, T. J., Blum, K. I., et al. Impaired hippocampal representation of space in CA1-specific NMDAR1 knockout mice. Cell. 87 (7), 1339-1349 (1996).
- Resnik, E., McFarland, J. M., et al. The effects of GluA1 deletion on the hippocampal population code for position. J. Neurosci. 32 (26), 8952-8968 (2012).
- Cacucci, F., Yi, M., et al. Place cell firing correlates with memory deficits and amyloid plaque burden in Tg2576 Alzheimer mouse model. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (22), 7863-7868 (2008).
- Sigurdsson, T., Stark, K. L., et al. Impaired hippocampal-prefrontal synchrony in a genetic mouse model of schizophrenia. Nature. 464 (7289), 763-767 (2010).
- Engel, A. K., Moll, C. K., et al. Invasive recordings from the human brain: clinical insights and beyond. Nat. Rev. Neurosci. 6 (1), 35-47 (2005).
- Cash, S. S., Halgren, E., et al. The human K-complex represents an isolated cortical down-state. Science. 324 (5930), 1084-1087 (2009).
