Summary
Drosophila melanogaster larvaları besleme devresi besleme hızındaki değişimler stomatogastric sinir devresi değişiklikler ile korelasyon sağlayan bir basit ama güçlü bir model oluşturuyor. Bu devre, ağız kanca projeksiyonlar hem de foregut göndermek merkezi serotonerjik nöronların oluşmaktadır.
Abstract
Drosophila melanogaster larvalarda serotonerjik besleme devresi devrenin geliştirilmesi sırasında kritik önem nöronal substratları incelemek için kullanılabilir. Devrenin işlevsel bir çıkış kullanarak, besleme, stomatogastric sisteminin nöronal mimarisinde değişiklikler görülebilir. Besleme davranış beyin sinirlerini almak ağız kanca, retraksiyonun hızını gözlemleyerek tarafından kaydedilebilir. Larvalar bir ağar tabakayı karşısında çapraz onların ağız kanca kullanmak beri lokomotor davranışlar, beslenmesi için bir fizyolojik kontrol olarak kullanılmıştır. Besleme davranış değişiklikleri neurites aksonal mimarisi ile ilişkili olabilir gut innerve. Immünohistokimya kullanılarak bu değişiklikler görselleştirmek ve ölçmek mümkündür. Onlar manipülasyonlara çok hassas olarak davranış paradigmaları sırasında larvaların Yanlış kullanım verilerini değiştirebilir. Nörit mimarlık inervasyonu Uygun görüntülemegut kesin varikositlerden sayısı ve büyüklüğü ölçülmesi hem de dal düğümlerin ölçüde için çok önemlidir. En devrelerin analizi sadece nörit mimari veya davranışsal etkilerinin görselleştirme için izin, ancak bu model bir nöronal mimari engelli devrenin işlevsel çıktı korelasyon sağlar.
Introduction
Drosophila nedeniyle hızlı bir nesil zaman, düşük deney maliyetinin, genetik ve çevresel faktörlerin manipüle ve kontrol yeteneği nöral devre geliştirme eğitimi için son derece güçlü bir model sistem. Nöron, nöronal yol bulma ve sinaptogenez insan ve Drosophila arasında muhafaza edilir, bu nedenle, oluşturma, bakım ve nöral devreleri değiştirerek mekanizmalar da korunmuştur.
Gibi serotonin (5-hidroksitriptamin veya 5-HT) gibi klasik nörotransmiterler, olgun sinir devresinde 1-3 sinyal molekülleri olarak rollerini kabul etmeden önce, büyüme faktörleri olarak görev yapabilir Daha önceki çalışmalar, olgun nöronların 4'ün bağlantı değiştirebilir embriyojenez sırasında 5-HT seviyelerini tedirgin göstermiştir. Diğer Helisoma kültürlü nöronlar için 5-HT ektopik uygulama nörit gelişimini hem de sinaptogenez 5-7 baskı altında olduğunu göstermiştir. D'derosophila, gelişimsel 5-HT seviyeleri ters olarak CNS 8 foregut için çıkıntı nörit uzunluğu boyunca varis sayısı ve boyutu, hem de aborization derecesi ile ilgilidir.
Serotonerjik sinir Drosophila 8-9 de dahil olmak üzere, çeşitli türlerde beslenme davranışları modüle ettiği gösterilmiştir. Drosophila besleme devresi foregut beyinden aksonal çıkıntıların gelişiminde değişiklikler ile fonksiyonel çıkış (besleme) ilişkilendirmek için bir model olarak kullanılabilir nispeten basit bir devredir. Schoofs et al. Drosophila larva besleme kasları 10 etkileyebilir merkezi desen jeneratörleri tarafından düzenlenir olduğunu göstermiştir. Spesifik kas anatomi tam olarak anlaşılamamakla birlikte, bu antennal sinir, üst çene siniri ve protorasik bezle aksesuar sinir katılan kas hedefler için sorumlu olduğu gösterilmiştirbeslenme davranışı. Omurgasız besleme kas ve sinir anatomisi ile ilgili en veri Calliphora larvaları ile sınırlıdır.
İkinci instar larvalarının besleme oranı cephalopharyngeal sklerit (ağız kancalar) geri çekilmesi ile değerlendirilmiş ve tekrarlanabilir ve yüksek verimli edilebilir. Cephalopharyngeal plakaları frontal sinir yoluyla santral 5-HT nöronların lifleri tarafından innerve edilir. Proventrikülüs veya foregut, midgut salkımlı ve (Şekil 1) 11-12 foregut kasılmaları sorumludur serotonerjik lifler (sinir nüks) tarafından innerve edilir. Aksonal dallanma değişiklikler ve nörit uzunluğu boyunca varikositlerden sayısı ve büyüklüğü, immünohistokimyasal teknikler kullanılarak kantifiye edilebilir. Ya doğrudan ya da dolaylı olarak, geliştirme sırasında nöronal 5-HT idare etme şekillendirmeler değişiklikler ile değerlendirilir ve korele edilebilir, bu besleme devresinin fonksiyonel çıkışı değiştirebilirnörit mimari gy.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1.. Nüfus Kafes Bakım
- 12 saat ışık-karanlık çevrimi ile 25 ° C 'de nüfus kafesleri koruyun. Sürece kontrol ve deney grupları aynı aydınlatma koşullarına maruz kaldığı zaman, bu teknik, standart bir laboratuvar ortamında gerçekleştirilebilir.
- Kadın elma suyu agar plakaları üzerinde gece yumurtalarını bırakmak için izin verir.
- 24 saat boyunca 25 ° C 'de, yeni biriken yumurta plakaları koruyarak yeni yumurtadan çıkmış larva toplayın. Taranmış larva çekmek için plakanın ortasına maya küçük topak yerleştirin.
- Elma suyu plakasının merkezinde maya hamur içine göç 1. instar larvaları toplamak. Taze elma suyu plaka aktarmak için metal bir spatula kullanın. Ek maya hamur tahliller yapılana kadar yeterli gıda olmadığından emin olmak için ilave edilebilir. Üzüm suyu plakaları da elma suyu levhaların yerine kullanılabilir.
- Geç 2.-erken 3 instar l elde1. 40-48 saat için yaş Instars izin vererek arvae. Bu aralıkta yemleme 13 sabittir. Her larva molt bu yapıda belirgin değişiklikler olduğu gibi yaş ağız kanca incelenmesi ile teyit edilebilir.
- 2. geç-erken 3. instar larvaları yavaşça ve yaygın su ile elma suyu tabak yıkama ve bir gözenekli filtre üzerine toplanmasıyla larvaları davranış testleri için toplanır. Larvalar daha sonra bir agar plakası üzerine aktarılır.
- Tüm analizler kontrol ve deney hayvanları kullanarak paralel olarak gerçekleştirilir.
2. Davranış Paradigma - Locomotion
- Bir 100 mm doku kültürü çanağı içinde bir% 2 agar tabaka üzerinde tek bir 3. deri değiştirme safhasında larva yerleştirin ve larva 30 saniye süre ile uyum sağlamaya izin verir. Larva agar alt-tabakanın yüzeyi üzerinde vücutlarını itmek için cephalopharyngeal sklerit (ağız kanca) kullanın. Bu ayrı bir tabakta yapılır çünkü it hayvan neredeyse maya gibi aynı renkte olduğu gibi maya çözelti içinde vücut kasılmaları görselleştirmek için daha zordur.
- 1 dakikalık bir süre için alt-tabaka üzerinde ön hareketine her posterior dikkat edin ve kaydedin. n = her bir genotip için 20. En fazla 10 hayvan plaka başına test edilmelidir.
3. Davranış Paradigma - Yemleme
- Küt paslanmaz çelik 5. cımbız kullanarak dikkatli bir şekilde% 2 aktif ekmek mayası çözeltisi, 5 ml ile kaplanmış bir agar dolu plakasının merkezine lokomotor agar plakasından 3. instar larvası aktarın. Maya zamanla razı olacak gibi çözüm homojen olduğundan emin olun. Ne maya çözeltisi içinde büyük ölçüde larva davranış gözlem kolaylaştırmak, yer ve yem kalacaktır. Ağız kanca kasılmaların hızı, doğrudan 14 yutulur gıda miktarı ile ilişkilidir.
- Larva 30 saniye gelmesini bekleyin.
- Gözlemlemek ve sayısını kaydetmek1 dakikalık bir süre boyunca ağız kanca kasılmalar. n = her bir genotip için 20.
4. Larva Gut Diseksiyonlarında
- 3-çukurlu nokta cam 1x fosfat tamponlu tuz (PBS) ve yerinde bir% 4 EM dereceli formaldehit tespit çözüm olun.
- Dikkatle, 1x PBS solüsyonu kullanarak 3-iyi bir cam tabak geç 3 instar larva cesareti dolaşıp proventrikülüs değişmeden kalır emin her zaman yapmak teşrih. Bir forcep ile, posterior ucundan tutun ve diğer, ağız kanca tutun. Posterior uç hareketsiz tutarken, hafifçe cesareti erişmek için ağız kanca çekin. Ilişkili herhangi bir doku (tükrük bezleri, beyin, vücut yağ, vb) çıkarın, daha sonra formaldehit düzeltmeyi içeren 3-iyi bir çanak her gut aktarın. 3. instar larva dolaşıp çünkü gelişme bu aşamada, larva pupariation için hazırlık beslenme ateşkes kullanılan ve proventrikülüs maya temizlenir. <li> opak bir doku kültür kutusuna bir gece boyunca 4 ° C'de inkübe edin bağırsaklar.
- Kuyulardan formaldehit tespitine çözüm çıkarmadan önce, mide çekumlardan kaldırmak ve projeksiyonlar açıkça engel olmadan görülebilir böylece proventriculus gelen ~ 150 mikron 2 midgut klibi.
- Kuyulardan formaldehit düzeltme çıkarın ve 1x PBT (1 x PBS,% 0.1 'lik bir proteaz içermeyen sığır serumu albümini,% 0.1 Triton X-100) tampon çözeltisi ile değiştirin. İyice 1x PBT 10 dakika boyunca cesaretin 6x yıkayın. Yıkar yaparken mekanik bir döndürücüde doku örnekleri yerleştirin.
- 10 -6 M serotonin sinyalini geliştirmek için 5-HT 1 saat boyunca 4 ° C'de inkübe edin. İyice 1x PBT 10 dakika boyunca cesaretin 6x yıkayın. Önceki çalışmalar eksojen 5-HT bu konsantrasyon immünohistokimyasal analizler nöronal mimari veya varis yoğunluğunu etkilemez gösterdi ve sadece gürültü oranı, 15-16 sinyal artırır var.
- 4 inkübe &# 176; C gecede, anti-serotonin primer antikor (fare ya da tavşan poliklonal büyüdü monoklonal) içinde. İyice 1x PBT 10 dakika boyunca cesaretin 6x yıkayın. Yıkar yaparken mekanik bir döndürücüde doku örnekleri yerleştirin.
- (; 1:400 seyreltme Alexa Fluor 568 keçi anti-fare ya da anti-tavşan IgG), ikincil antikor olarak, 90 dakika boyunca 4 ° C'de inkübe edin. İyice 1x PBT 10 dakika boyunca cesaretin 6x yıkayın. Yıkar yaparken mekanik bir döndürücüde doku örnekleri yerleştirin.
- Mekanik bir karıştırıcı üzerine, 10 dakika boyunca 4 mM sodyum karbonat içinde inkübe, daha sonra n-propil gallate/20 mM sodyum karbonat% 4 montaj ve floresan altında görünüşüdür. Sodyum karbonat mountant ortam içinde kullanılan tampon ve pH örnekleri dönüştürmek için kullanılır.
- Analizi için 400X büyütme ile immunohistokimyasal doku örneklerinin görüntüler yakalayın.
5. Sinir Devre Analizi
- Nörit lifler (nicelleştirilmiştir sayısı ve büyüklüğü varikositlerdenve dallanma derecesi) Neuroleucida ve Neuroexplorer kullanarak. Ancak, bu da elle gerçekleştirilir veya Basit Neurite Tracer (online indirilebilir ücretsiz bir uygulama) kullanılarak yapılabilir.
- Proventriculus beyinden gelen tek lif projeksiyonları Trace ve varis numarası, şube ve birim uzunluk başına büyük varisler sayısını ölçmek. Beyinden çıkıntı aksonal lifler nüks sinir bindirildiğini ve onlar onlar ayrı proventrikulus ve salkımlı ulaşana kadar analiz için erişilebilir değillerdir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Drosophila larva serotonerjik besleme devresi sinir sistemi gelişiminde belirli faktörlerin etkisini gözlemlemek için son derece etkili bir model olarak hizmet edebilir. Besleme hızı ile ölçülmesi, bu fonksiyonel çıkış (Şekil 1) ile birlikte besleme devresinin aksonal mimarisi bağlamak mümkündür. Larvalar agar yüzeyi boyunca kendilerini itmek için ağız kanca kullandığından lokomotor deney, ağız kancaların geri çekme için fizyolojik bir kontrol olarak kullanılır. Mutasyonlar besleme devresi 8 (Şekil 2A) etkiler, ve kontrol mutant genotipler arasında lokomotor yanıtları arasında hiçbir fark yoktur olmalıdır. Önemli farklılıklar ortaya yaparsanız, bu larva davranış yanlış kullanım tatlıya mümkündür. Tahlil sırasında larva durdurma ağar tabaka boyunca yuva teşebbüs etmek, onlar çok eski olabilir ve muhtemelen Instars dolaşıp geçiş vardır.Bu agar tabaka zor larva ağız kanca agar tabakayı kapmak için yapım nedenle, çok zor olabilir de mümkündür, bu agar yüzeyini ıslatma tarafından ele alınabilir.
Bu deney, nöronal anatomik kusurları ile Drosophila suşları serotonerjik besleme devresinin gelişimini etkileyen olup olmadığını değerlendirmek için kullanılabilir. Açık olan mutant elipsoid gövdesi (EBO 3) merkezi kompleksinin elipsoid gövdesi içinde bir yapısal kusur vardır. Yabani tip ebeveyn Canton-S suşu, CS Wu ile karşılaştırması, bu anatomik depresif bozukluklar beslenmesinde beyin gelişimi süresince sonucunda hareket (Şekil 2B) etkilenmez iken ortaya koymaktadır.
3 mutantları bağırsak nörit gelişimini mimarisinin değiştirmek için görünen Ebo olarak anatomik kusurları. Şekil 3 EBO 3 larvaları iştigal fiber mimarisinde değişiklikleri gösterirCS wu kırmızı, bu larvalar dallanma bir artış hem de nörit uzunluğu boyunca küçük ve büyük varikositlerden sayısında bir artış gösterir. Dal düğümleri (oklar) dikkat, (ok uçları), ve büyük varisler (yıldız) varisler. Şekil 4 bu görüntülerin kantitatif temsil eder.
Aksonal mimari doğru kantitasyonu ve görüntüler. Şekil 5A analizi için uygun olan bir görüntüyü temsil eden son derece açık olması gerekir. Düşük kalite Görüntüleri zor lif ve varisler (Şekil 5B) ayırt yapacaktır. Lif mimari çekimlerde, lifler sıkıca paketlenmiş olan ve birbirinden ayıran ve onlar dallı gibi görünebilir beri proventriculus ve anterior projeksiyonlar dahil görüntüleri alarak kaçının. Onlar salkımlı çünkü midgut içinde daha posterior lifler daha dallı kez bir Bu doku içinde yeniden. Dal ve varis sayısı ve büyüklüğü varikositlerden kantitasyonu, el ile ya da Neuroleucida gibi nörit morfolojisi, okuyan amacıyla tasarlanmış bir program ile analiz edilebilir. Sürece proventrikülüs immünohistokimyasal protokol sırasında hasar ve görüntü odakta olduğu değil gibi, hazırlıklar görüntüleme ve analiz için kabul edilebilir olacaktır. Fiber mimari açıkça arka plan ayırt edilebilir, ve ayrı ayrı varisler nörit uzunluğu boyunca tespit edilebilir ise, preparasyon analizi için uygun değilse. Bireysel varisler lifin geri kalan kısmına tespit edilebilir, ayrıca, bu da analiz için kaliteli bir görüntünün başka bir göstergesidir. Tüm bu lifler hariç olmak üzere analiz edilmiştir odak noktası aralığında (odak birden çok sayıda düzlemde arasında bazı durumlarda lifler olacaktır eğri) üzerinden.
es/ftp_upload/51062/51062fig1.jpg "width =" 500px "/>
Şekil 1. Larva besleme devresi. Beyin ve bağırsak dokuları (A) gösteren, 3. instar larvası bir fileto. 3. instar larvaları kesilerek Gut dokuları Drosophila nöronal triptofan hidroksilaz karşı ortaya çıkan bir antikor ile immün boyanmış olan (DTRH, B) ya da 5-HT ( C). A, B. E, yemek borusu, Mh, ağız kanca, Pr, proventriculus, Br, beyin (5-HT nöronlarının desen dikkat edin). Ok frontal sinir gösterir;., Nüks sinir C ok. proventrikülüs aksonal lifler (ok başları) gösteren. Ölçek çubuğu = 20 mikron. resmi büyütmek için buraya tıklayın .
<br /> Şekil 2. Depresyonda beslenme davranışı beyin geliştirme sonuçlarının sırasında anatomik bozukluklar. Hayvanların lokomotor (A) ve beslenme davranışları (B) için tahlil edildi. Locomotion etkilenmedi. n = 2-3 bağımsız deneyin her davranışsal deney için 20,. **** P <0.0001, t-test. Grafiğin yukarısındaki Hatları ortalamanın standart hatası betimliyor. resmi büyütmek için buraya tıklayın .
Şekil 3,. Gut fiber mimaride sapmaları olarak CNS sonuçları 3. instar larvaları kesilerek ve anti-5-HT ile boyanmış. Gut doku gelişimi sırasında anatomik kusurları. Ok şube düğümünü gösterir. Ok ucu küçük bir varis gösterir. Asterisk deBüyük varisler belirtiyor. Ölçek çubuğu = 40 mikron. resmi büyütmek için buraya tıklayın .
Şekil 4. Anormal bağırsak fiber mimarisi kesilmiş ve anti-5-HT ile kuluçkalanır 3. instar larvaları proventricular doku. Analizi sonucu olarak beyin gelişimi sırasında anatomik kusurları. 0.1 mm nörit uzunluğunun (B) ve büyük varisler sayısı başına toplam varisler, nörit (A) dallanma, sayısı (> 1 Pm'lik 2) 0.1 mm uzunluğu (C) başına. CS wu, 2 bağımsız deneyden 17 bağırsaklar 20 elyaflar; Ebo 3, 3 bağımsız deneyden 18 bağırsaklar 20 elyaf. **** P <0.0001, ** p <0.01, * p <0.05, tt eşleşmemişGrafiğin üstündeki verileri Hatları ortalamanın standart hatası betimliyor. resmi büyütmek için buraya tıklayın .
Şekil 5,. Görüntülerin kalitesi gut fiber mimari uygun miktar tayini için önemlidir. CS wu 3 instar larvaları kesilerek ve anti-5-HT ile boyanmış Gut dokuların. (A). Iyi kalitede görüntü. (B). Kötü kaliteli görüntü. Ölçek çubuğu = 40 mikron. resmi büyütmek için buraya tıklayın .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Geç embriyojenez sırasında oluşur serotonerjik stomatogastric devresi, anormal gelişimi, olgun fonksiyonunu etkiler. Nörit mimarisinde değişiklikler gut (bir maya çözelti içinde ağız kanca kasılma ile ölçülen) oranı besleme devresinin fonksiyonel çıkışı, (Şekil 1) ile ilişkili olabilir innerve. Drosophila UAS-Gal4 bipartit sisteminin kullanımı mümkün özellikle belirli bir dokuya belirli transkriptin yukarı-veya aşağı-düzenlenmiş ekspresyonunu hedeflemek için yapar, belirli bir proteinin ifadesinde bir değişiklik tam olarak uygun araçlar verilen miktarı belirlenebilir. Bu teknik, beyin bölgeleri, ve belirli bir sinir devrenin geliştirilmesi için gerekli da nöronal alt kümelerini aydınlatmak için kullanılabilir.
Lokomotor tahlil larvalar aksi fizyolojik tehlikeye olmadığını teyit etmek için kullanılır, bu nedenle, 40 beden duvarı kasılmalar veya daha az sho ile larvalarULD analiz (Şekil 2A) için hariç olmak. Genotip fiziksel anormallikler neden olduğundan, ya da ayrı ayrı hayvanlar taşıma sırasında yaralanan olmuştur çünkü bu da oluşabilir. Buna ek olarak, tahlil gerçekleştirildiği oda sıcaklığı, soğutucu ya da ısıtıcı sıcaklıkları verileri etkileyebilir, çünkü kontrol edilmesi gerekir. Bu 24-26 ° C arasında, bu davranış tahlili yapılması önerilmektedir Test oda sıcaklığı soğuk olduğunda günlerde, agar sertleşmesi için bir eğilim vardır, her deney lokomotif agar yeterince yumuşak olmasını sağlamak için tamamlandıktan sonra, bu nedenle, agar levhasının tekrar-ıslatma gerekli olacaktır. Bu larvalar yüzey üzerinde seyahat etmek ve kazıcı önlemek için izin vermek için hareket Nemli (ıslak değil) için agar plaka tutmak önemlidir. Larvaları tercihli sıcaklıklarda (24-26 ° C) 17-18 doğru seyahat eğilimi gibi soğutucu sıcaklıkları da, agar tabaka üzerinde larvaların performansını etkileyebilir. No fazla 10 hayvan plaka başına test ve agar alt-tabaka içinde delikler olan bir plaka iptal edilmelidir.
Beslenme deneyi gerçekleştirirken, bu maya süspansiyon zamanla razı farkında olmak önemlidir, plaka üzerinde maya Swirling maya analiz boyunca homojen kalmasını sağlar. Maya çözüm çok konsantre olursa ağız kanca azalmış görüş oluşabilir. Maya medya sözleşme dakika başına kendi ağız kanca yaklaşık 150-170 kat yerleştirilir sağlıklı larvalar; azaltılmış besleme 120 gibi düşük olabilir, ve üst aralık sınırı 210 olduğunu.
Immünohistokimyasal protokol yaparken, bu doku örneklerinin benzer kalitesini sağlamak için kontrol ve paralel olarak deneysel doku örnekleri hem immunostain akıllıca olacaktır. Nörit mimari inervasyonu gut immünofloresan, 4 ° C de bir gece birincil antikor, doku örnekleri inkübe edilerek geliştirilebilir Kuluçka of 4 ° C 'de antikorlar gürültü oranı sinyal (Şekil 5) geliştirir. Bu fiber mimari kesin miktarının dallanma ve varis sayısı ve büyüklüğü, (Şekil 4) değişiklikleri ortaya çıkarmak için (Şekil 3) için kritik olduğu gibi görüntülerin kalitesi çok önemlidir. Yıkama dönemlerde kullanılan döndürücü sürekli kullanımından herhangi bir noktada ısınır eğer doku örneklerinin kalitesi yok edilebilir. Görüntüleme sırasında doku örnekleri, bu numunelerin, şu anda odak altında biri değil, aynı zamanda çevreleyen örneklerin değil sadece imünoflöresanmı azaltacaktır olarak çok uzun süre mikroskop ışık altında örnekleri bırakmamaya emin olun. Fiber mimari kolayca analiz yazılım yardımı ile tamamlanabilir, ancak yine de manuel olarak da yapılabilir. Küçük ve büyük varisler sınıflandırılması varisler alanına bakın, daha büyük 1 mikron 2 ölçme varisler büyük varisler olarak sınıflandırılır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Biz ifşa hiçbir şey yok.
Acknowledgments
Yazarlar WSN layık Aziz Louis Üniversitesi Rektörlük Araştırma Fonu kabul etmek istiyorum
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Eclipse E-800 Microscope | Nikon Instruments | ||
| Neuroleucida | MBF Biosciences | NL-15 | Used to analyze gut fiber architecture, not necessary to have |
| Northern Eclipse | Empix Inc | Imaging software | |
| G-2E/C TRITC EX 528-553 | Nikon Instruments | 96312 | Filter for specific secondary antibody |
| N.A. 0.75; W.D. 0.72 mm; DIC Prism: 40xI, 40x I-C; Spring loaded | Nikon Instruments | MRH00400 | Objective used for imaging |
| Simple Neurite Tracer | NIH Image J | http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer |
References
- Weiss, E., Maness, P., Lauder, J. Why do neurotransmitters act like growth factors? Perspect Dev Neurobiol. 5, 323-335 Forthcoming.
- Herlenius, E., Lagercrantz, H. Neurotransmitters and neuromodulators during early human development. Early Hum. Dev. 65, 21-37 Forthcoming.
- Budnik, V., Wu, C., White, K. Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine. J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).
- Sodhi, M., Sanders-Bush, E.
- Goldberg, J., Kater, S. Expression and function of the neurotransmitter serotonin during development of the Helisoma nervous system. Dev. Biol. 131, 483-495 (1989).
- Goldberg, J. Serotonin regulation of neurite outgrowth in identified neurons from mature and embryonic Helisoma triyolvis. Perspect Dev Neurobiol. 5, 373-387 (1998).
- Haydon, P., McCobb, P., Kater, S. Serotonin selectively inhibits growth cone motility and synaptogenesis of specific identified neurons. Sci. 226, 561-564 (1984).
- Neckameyer, W. S. A trophic role for serotonin in the development of a simple feeding circuit. Dev. Neurosci. 32, 217-237 Forthcoming.
- De Vry, J., Schreiber, R. Effects of selected serotonin 5-HT 1 and 5-HT 2 receptor agonists on feeding behavior: possible mechanisms of action. Neurosci. Biobehav. Rev. 24, 341-353 (2000).
- Schoofs, A., Niederegger, S., van Ooyen, A., Heinzel, H., Spieß, R. The brain can eat: Establishing the existence of a central pattern generator for feeding in third instar larvae of Drosophila virilis and Drosophila melanogaster. J. Insect Physiol. 56, 695-705 (2010).
- Spieß, R., Schoofs, A., Heinzel, H. Anatomy of the stomatogastric nervous system associated with the foregut in Drosophila melanogaster and Calliphora vicin third instar larvae. J. Morphol. 269, 272-282 (2008).
- Neckameyer, W. S., Bhatt, P. Neurotrophic actions of dopamine on the development of a serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster. Biomed Cent NeuroSci. 13, 26 (2012).
- Sewall, D., Burnet, B., Connolly, K. Genetic analysis of larval feeding behavior in Drosophila melanogaste. Genet. Res. 24, 163-173 (1975).
- Joshi, A., Mueller, L. Evolution of higher feeding rate in Drosophila due to density-dependent natural selection. Evolution. 42, 1090-1093 (1988).
- Budnik, V., Wu, C., White, K. Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine. J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).
- Sykes, P., Condron, B. Development and sensitivity to serotonin of Drosophila varicosities in the central nervous system. Dev. Biol. 286, 207-216 (2005).
- Garrity, P. A., Goodman, M. B., Samuel, A. D., Sengupta, P. Running hot and cold: behavioral strategies, neural circuits, and the molecular machinery for thermotaxis inC. elegansand Drosophila. Genes Dev. 24, 2365-2382 (2010).
- McKemy, D. D.
