Summary

マウス坐骨神経に生体内電気生理学的測定値

Published: April 13, 2014
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Summary

インビボでの神経伝導特性の測定は、神経筋疾患の種々の動物モデルを特徴づける強力なツールを例示する。ここでは、麻酔したマウスの坐骨神経に対する電気生理学的分析を実施することのできる、簡単で信頼性の高いプロトコルを提示する。

Abstract

電気生理学的研究は、基礎となる病態生理1の理解を、一緒に神経病理学的技術と、様々な神経筋疾患の合理的な分類を可能にし、助けている。ここでは、 生体内でのマウスの坐骨神経に電気生理学的研究を行うための方法が記載されている。

動物は約30分/動物を取り、測定中に試験したマウスと邪魔されずに作業環境のための鎮痛を確保するために、イソフルランで麻酔する。 37℃の一定の体温は、加熱プレートによって保持され、連続的に、直腸サーモプローブ2によって測定される。さらに、心電図(ECG)が日常的に連続的に調査した動物の生理学的状態を監視するために、測定中に記録される。

電気生理学的記録は、坐骨神経、目の最大の神経で実行されます運動の感覚の両方繊維路でマウス後肢を供給E、末梢神経系(PNS)。我々のプロトコルでは、坐骨神経は、その場に残り、したがって、抽出または露出されている必要はありませんが、実際の録音と一緒に不利な神経の炎症のない測定が可能。適切な針電極3を使用して、我々は腓腹筋で検出電極を用いて送信ポテンシャルを登録し、近位および遠位の神経刺激の両方を行う。データ処理の後、信頼性が高く、神経伝導速度(NCV)および化合モータ活動電位(CMAP)のために高度に一貫した値、総末梢神経機能の定量化のための重要なパラメータは、達成することができる。

Introduction

電気生理学的測定は、臨床および実験室環境の両方で、末梢神経の機能的完全性を調査するための不可欠なツールである。ヒトでは、神経筋障害および神経障害の多くは、診断電気生理学的測定に依存しています。伝導速度、または信号の電位振幅のような神経の特性を測定することにより、末梢神経疾患の大まかな起源を特徴付けることが可能である。

神経伝導速度は髄鞘では有効になって急速な信号伝播に大きく依存している。そのため、脱髄プロセスは、一般伝導速度を4ショー。化合モータ活動電位(CMAP) -機能軸索の数と相関が-かなり5に減少軸索損傷の指標である。

したがって、電気生理学的方法により末梢神経損傷の病因そのような遺伝性神経障害6,7、糖尿病性神経障害8,9、慢性炎症性脱髄性多発ニューロパシー(CIDP)10、または代謝性ニューロパシー11として、識別することができる。

通常、ヒトへの適用に腓腹または尺骨神経上の非侵襲的記録が好ましい。そして運動の感覚系の小口径の軸索 – マウスにおいて、坐骨神経の神経性、大型の両方を含む末梢神経系(PNS)の最大の神経を分析することは簡単である。

ここに示されているように手順がそのままマウスの末梢神経に電気生理学に関連するすべての標準的な値を測定するためには、迅速、簡単かつ信頼できる方法である。保存生物から録音を取ることによって、神経環境の生理学的条件が保証されています。

Protocol

本研究は、ドイツ連邦共和国の動物保護法(Tierschutzgesetzデル·ドイツ連邦共和国)に従って行ったし、食品安全·消費者保護(テゥーリンガーLandesamtエリーゼLebensmittelsicherheitウントVerbraucherschutz)がチューリンゲン州政府によって承認された。 1。測定の設定イソフルラン/ O 2吸入によりマウスを麻酔-麻酔3%の開始のために、100%酸素中のメンテナンスを…

Representative Results

各性別の6匹の動物:我々は、この研究のため、合計で12匹のマウスの坐骨神経にin vivoでの電気生理学的測定のシリーズを行った。測定は、提示されたプロトコルを用いて実施し、以下の結果が配信された。 両方の雄および雌のマウスは、約20m /秒の平均坐骨神経伝導速度( 図5)を表示する。これは、文献中の他の測定値と一致する。さらに、雄?…

Discussion

記載されたプロトコールは、関心のある神経を露出することなく、麻酔したマウスに坐骨神経伝導特性を決定するための簡単​​で信頼できる方法を提供する。それにもかかわらず、この実験手順は、針穿刺による組織損傷の原因となる。したがって、録音を終えた後、動物を犠牲にする合理的な選択肢である。しかし、従来の記録に神経の露出を必要とする他のより侵襲的な処置と比較し?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品は、SFB 604、DFGミズーリ1421/2-1とKrebshilfe 107089(HM)によりサポートされていました。 ASは、子供の腫瘍財団(米国ニューヨーク州)からの若手研究者賞を受賞です。

Materials

Concentric Needle Electrodes (Stimulation) Natus Medical Incorporated
San Carlos, CA 94070, USA
9013S0901
Digital Ring Electrodes (Recording) Natus Medical Incorporated
San Carlos, CA 94070, USA
9013S0302
ToM – Tower of Measurement (A/D converter) GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Germany
AtisaPro, Data acquisition & analysis software GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Germany
HSE-Stimulator T Hugo Sachs Elektronik, Hugstetten, Germany

Riferimenti

  1. Kimura, J. 3rd ed. Electrodiagnosis in Diseases of Nerve and Muscle. , (2001).
  2. Rutkove, S. B. Effects of temperature on neuromuscular electrophysiology. Muscle Nerve. 24, 867-882 (2001).
  3. Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data. Muscle Nerve. 41, 850-856 (2010).
  4. Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations. Muscle Nerve. 19, 946-952 (1996).
  5. Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles. Muscle Nerve. 18, 402-408 (1995).
  6. Pareyson, D., Scaioli, V., Laura, M. Clinical and electrophysiological aspects of Charcot-Marie-Tooth disease. Neuromol. Med. 8, 3-22 (2006).
  7. Schulz, A., et al. Merlin isoform 2 in neurofibromatosis type 2-associated polyneuropathy. Nat. Neurosci. 16, 426-433 (2013).
  8. Lamontagne, A., Buchthal, F. Electrophysiological studies in diabetic neuropathy. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 33, 442-452 (1970).
  9. Andersen, H., Nielsen, J. F., Nielsen, V. K. Inability of insulin to maintain normal nerve function during high-frequency stimulation in diabetic rat tail nerves. Muscle Nerve. 17, 80-84 (1994).
  10. Magda, P., et al. Comparison of electrodiagnostic abnormalities and criteria in a cohort of patients with chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy. Arch. Neurol. 60, 1755-1759 (2003).
  11. Lindberg, R. L., et al. Motor neuropathy in porphobilinogen deaminase-deficient mice imitates the peripheral neuropathy of human acute porphyria. J. Clin. Invest. 103, 1127-1134 (1999).
  12. Massey, J. M. Electromyography in disorders of neuromuscular transmission. Sem. Neurol. 10, 6-11 (1990).
  13. Stalberg, E., Falck, B. The role of electromyography in neurology. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 103, 579-598 (1997).
  14. Osuchowski, M. F., Teener, J., Remick, D. Noninvasive model of sciatic nerve conduction in healthy and septic mice: reliability and normative data. Muscle Nerve. 40, 610-616 (2009).
  15. Oh, S. S., Hayes, J. M., Sims-Robinson, C., Sullivan, K. A., Feldman, E. L. The effects of anesthesia on measures of nerve conduction velocity in male C57Bl6/J mice. Neurosci. Lett. 483, 127-131 (2010).
  16. Dilley, A., Lynn, B., Pang, S. J. Pressure and stretch mechanosensitivity of peripheral nerve fibres following local inflammation of the nerve trunk. Pain. 117, 462-472 (2005).
  17. Vleggeert-Lankamp, C. L., et al. Electrophysiology and morphometry of the alpha- and beta-fiber populations in the normal and regenerating rat sciatic nerve. Exp. Neurol. 187, 337-349 (2004).
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Citazione di questo articolo
Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves. J. Vis. Exp. (86), e51181, doi:10.3791/51181 (2014).

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