Transplantation de valve pulmonaire en utilisant un modèle de souris de transplantation cardiaque hétérotopique
Summary
Afin de comprendre les mécanismes cellulaires et moléculaires qui sous-tendent néo-tissu formation et le développement de la sténose dans les valves cardiaques de l'ingénierie tissulaire, un modèle murin de coeur hétérotopique vanne transplantation a été développé. Une valvule cardiaque pulmonaire a été transplanté au destinataire en utilisant la technique de transplantation cardiaque hétérotopique.
Abstract
valves cardiaques de l'ingénierie tissulaire, en particulier soupapes décellularisée, commencent à prendre de l'ampleur dans l'utilisation clinique de chirurgie reconstructive avec des résultats mitigés. Toutefois, les mécanismes cellulaires et moléculaires du développement du néo-tissu, vanne épaississement et le développement de la sténose sont pas étudiés en profondeur. Pour répondre à ces questions, nous avons développé une vanne modèle hétérotopique murin de transplantation cardiaque. Valve cardiaque a été récolté à partir d'une souris donneuse de soupape et transplanté d'une souris donneuse cardiaque. Le cœur d'une nouvelle vanne a été transplanté hétérotopique à une souris receveuse. La transplantation cardiaque a montré son propre battement de coeur, indépendant de rythme cardiaque du destinataire. Le débit sanguin a été quantifiée en utilisant un système à ultrasons à haute fréquence avec un Doppler de l'onde pulsée. Le débit à travers la valve pulmonaire a montré implanté avant écoulement avec régurgitation minime et le débit de pointe est proche de 100 mm / sec. Ce modèle murin de transplantation de valvule cardiaque est highly polyvalent, de sorte qu'il peut être modifié et adapté pour fournir différents environnements hémodynamiques et / ou peut être utilisé avec divers souris transgéniques pour étudier le développement néo-tissu dans une valve cardiaque de l'ingénierie tissulaire.
Introduction
Anomalies cardiovasculaires congénitales sont l'une des principales causes de mortalité infantile dans le monde 1,2 occidentale. Parmi eux, sténose de la valve pulmonaire et prémolaires défauts de la valve aortique est une forme fréquente 3. chirurgie de remplacement valvulaire cardiaque est un choix systématique des chirurgies de reconstruction; Cependant, les complications, y compris une sténose et la calcification de la valve cardiaque, et la dépendance permanente sur les anticoagulants sont une source importante de problèmes de santé chroniques et de décès 4-7. En outre, l'absence de potentiel de croissance nécessite opérations de révision, ce qui augmente encore le taux de mortalité de ces jeunes patients 4,8,9.
Dans une tentative pour développer une valvule cardiaque de remplacement fonctionnelle avec un potentiel de croissance, des cellules autologues Shinoka et al. Ensemencées sur une biodégradable synthétique valvule cardiaque 8. La vanne de synthèse transformé à une valve cardiaque native comme la structure avec potentiomètre de croissanceal. Grandes études animales préliminaires ont démontré la faisabilité de l'utilisation de cette méthode pour créer une valve cardiaque fonctionnelle 10. Cependant, des études d'implantation à long terme ont démontré une faible durabilité due à l'épaississement progressif de la néo-tissu de soupape entraîne un rétrécissement de la valve cardiaque. Travailler à partir de Sodian et al. Ont utilisé la méthodologie Shinoka, mais finalement remplacé la matrice PGA avec un élastomère biodégradable, ce qui a donné les propriétés biomécaniques de la vanne de l'ingénierie tissulaire construire un profil plus physiologique 9,11,12. Dans l'étude in vivo, en dépit du succès de l'implantation, une doublure de cellules endotheliales confluentes n'a pas été formé, qui pourrait limiter le succès à long terme de cet échafaudage 12.
Afin de concevoir rationnellement une valve améliorée de coeur synthétique de deuxième génération, un modèle murin de greffe de valve cardiaque a été créé pour étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires underlyinformation g de néo-tissu, valve épaississement et le développement de la sténose. Les modèles murins offrent une vaste gamme de réactifs moléculaires, y compris transgéniques, qui ne sont pas facilement disponibles dans les autres espèces 7. Dans ce modèle de transplantation de valvule cardiaque, une ex vivo syngénique remplacement de valvule cardiaque pulmonaire a été effectuée en premier lieu; et ensuite le coeur avec la valvule cardiaque hétérotopique implanté a été implanté dans un hôte syngénique en utilisant une technique de microchirurgie. Ce modèle permet de remplacement de valve cardiaque sans la nécessité d'une circulation extracorporelle.
Dans ce papier, une explication détaillée de la récolte des valves cardiaques, préparations de coeur de donneur, la greffe de valve cardiaque, et une transplantation cardiaque hétérotopique est décrite. Les résultats ont montré un rythme cardiaque continue à partir du cœur du donneur, qui est indépendante de la pulsation de destinataire. Le flux sanguin à travers la valve pulmonaire implanté a été mesurée en utilisant un système à ultrasons à haute fréquence avec une onde pulsée Effectuerppler.
Protocol
Representative Results
Discussion
Le taux de cette procédure de mortalité est proche de 20%, qui a été principalement causée par une hémorragie au niveau du site de transplantation de PV et anastomose sur l'aorte de donneur au receveur aorte abdominale. Dans la plupart des cas, le taux de mortalité diminue de façon significative 48 h chirurgie de poste. Les souris de survie ont montré des battements cardiaques et des flux de sang dans le PV implanté. L'ensemble du processus prend quatre heures pour un micro chirurgien expérimenté. Il…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été soutenu en partie par une subvention du NIH (RO1 HL098228) de CKB.
Materials
| DPBS | gibco | 14190-144 | |
| Microscope | Leica | M80 | |
| C57BL/6J (H-2b), Female | Jackson Laboratories | 664 | 8-12 weeks |
| Ketamine Hydrochloride Injection | Hospira Inc. | NDC 0409-2053 | |
| Xylazine Sterile Solution | Akorn Inc. | NADA# 139-236 | |
| ketoprofen | Fort Dodge Animal Health | NDC 0856-4396-01 | |
| Ibuprofen | PrecisionDose | NDC 68094-494-59 | |
| Heparin Sodium | Sagent Pharmaceticals | NDC 25021-400 | |
| Saline solution (Sterile 0.9% Sodium Chloride) | Hospira Inc. | NDC 0409-0138-22 | |
| 0.9% Sodium Chloride Injection | Hospira Inc. | NDC 0409-4888-10 | |
| Petrolatum Ophthalmic Ointment | Dechra Veterinary Products | NDC 17033-211-38 | |
| Iodine Prep Pads | Triad Disposables, Inc. | NDC 50730-3201-1 | |
| Alcohol Prep Pads | McKesson Corp. | NDC 68599-5805-1 | |
| Cotton tipped applicators | Fisher Sientific | 23-400-118 | |
| Fine Scissor | FST | 14028-10 | |
| Micro-Adson Forcep | FST | 11018-12 | |
| Clamp Applying Forcep | FST | 00072-14 | |
| S&T Vascular Clamp | FST | 00396-01 | |
| Spring Scissors | FST | 15008-08 | |
| Colibri Retractors | FST | 17000-04 | |
| Dumont #5 Forcep | FST | 11251-20 | |
| Dumont #7 – Fine Forceps | FST | 11274-20 | |
| Dumont #5/45 Forceps | FST | 11251-35 | |
| Tish Needle Holder/Forceps | Micrins | MI1540 | |
| Black Polyamide Monofilament Suture, 10-0 | AROSurgical Instruments Corporation | TI638402 | For sutureing the graft |
| Black Polyamide Monofilament Suture, 6-0 | AROSurgical Instruments | SN-1956 | For musculature and skin closure |
| Non-Woven Songes | McKesson Corp. | 94442000 | |
| Absorbable hemostat | Ethicon | 1961 | |
| 1 ml Syringe | BD | 309659 | |
| 3 ml Syringe | BD | 309657 | |
| 10 ml Syringe | BD | 309604 | |
| 18G 1 1/2 in, Needle | BD | 305190 | |
| 25G 1 in., Needle | BD | 305125 | |
| 30G 1 in., Needle | BD | 305106 | |
| Warm Water Recircultor | Gaymar | TP-700 | |
| Warming Pad | Gaymar | TP-22G | |
| Trimmer | Wahl | 9854-500 | |
| VEVO2100 HIGH-FREQUENCY ULTRASOUND | VisualSonics | http://www.visualsonics.com/vevo2100 | The catalog number and pricing can be acquired from the sales representatives. |
| Ultrasound transmission gel | PARKER LABORATORIES, INC. |
01-02 | |
| Table Top Laboratory Animal Anesthesia System | VetEquip, INC. | 901806 | |
| Isoflurane | Baxter | 1001936060 |
Riferimenti
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- Wren, C., Reinhardt, Z., Khawaja, K. Twenty year trends in diagnosis of life threatening neonatal cardiovascular malformations. Arch Dis Child Fetal. 93, F33-F35 (2008).
- Vacanti, J. P. Beyond transplantation Third annual Samuel Jason Mixter lecture. Archives of surgery. 123, 545-549 (1960).
- Tudorache, I., et al. Orthotopic replacement of aortic heart valves with tissue-engineered grafts. Tissue engineering Part A. 19, 1686-1694 (2013).
- van Geldorp, M. W., et al. Patient outcome after aortic valve replacement with a mechanical or biological prosthesis weighing lifetime anticoagulant related event risk against reoperation risk. The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 137, 881-886 (2009).
- El Oakley, R., Kleine, P., Bach, D. S. Choice of prosthetic heart valve in today’s practice. Circulation. 117, 253-256 (2008).
- Quinn, R. W. Animal Models for Bench to Bedside Translation of Regenerative Cardiac Constructs. Progress in Pediatric cardiology. 35, (2013).
- Shinoka, T., et al. Tissue engineering heart valves valve leaflet replacement study in a lamb model. The Annals of thoracic surgery. 60, S513-S516 (1995).
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- Shinoka, T., et al. Tissue engineered heart valves. Autologous valve leaflet replacement study in a lamb model. Circulation. 94, II164-II168 (1996).
- Sodian, R., et al. Evaluation of biodegradable three dimensional matrices for tissue engineering of heart valves. ASAIO journal (American Society for Artificial Internal Organs. 46, 107-110 (1992).
- Sodian, R., et al. Early in vivo experience with tissue-engineered trileaflet heart valves). Circulation. 102, III22-III29 (2000).
