En Vivo microinyección y electroporación del mouse Testis
Summary
Este artículo describe la microinyección y electroporación de testículo de ratón in vivo como una técnica de transfección de células de ratón testiculares para estudiar procesos únicos de la espermatogénesis. El protocolo presentado implica etapas de preparación capilar de vidrio, microinyección a través del conducto eferente, y transfección por electroporación.
Abstract
Esta contribución de video y artículo da una descripción completa de microinyección y electroporación de testículo de ratón in vivo. Esta técnica particular para la transfección de células de ratón testiculares permite el estudio de los procesos únicos en la espermatogénesis.
El siguiente protocolo se centra en la transfección de células testiculares de ratón con construcciones de plásmidos. Específicamente, se utilizó el vector reportero pEGFP-C1, que expresa mayor proteína verde fluorescente (EGFP) y también el vector pDsRed2-N1 que expresa la proteína fluorescente de color rojo (DsRed2). Ambos genes indicadores codificados estaban bajo el control del promotor de citomegalovirus humano temprano inmediato (CMV).
Para llevar a cabo la transferencia génica en los testículos de ratón, los constructos de plásmido reportero se inyectan en los testículos de ratones vivos. Para ello, el testículo de un animal anestesiado está expuesto y el sitio de microinyección se prepara. Nuestro lugar preferido deinyección es el conducto eferente, con la rete testis en última instancia conectado como la ruta de transporte anatómica de los espermatozoides entre el testículo y el epidídimo. De esta manera, el llenado de los túbulos seminíferos después de la microinyección se gestiona de manera excelente y controlada debido a la utilización de soluciones de ADN teñidos. Después de observar un relleno suficiente de los testículos por su estructura túbulo coloreado, el órgano se electroporación. Esto permite la transferencia de la solución de ADN en las células testiculares. Después de 3 días de incubación, se retira el testículo y se investigó bajo el microscopio para fluorescencia verde o roja, que ilustra el éxito de la transfección.
En general, este protocolo puede ser empleado para la entrega de ADN o ARN construye en la vida testículo del ratón con el fin de (sobre) expresa o derribar los genes, lo que facilita el análisis de la función génica in vivo. Además, es adecuado para el estudio de construcciones informadoras o putativo Regula genelementos tory. Por lo tanto, las principales ventajas de la técnica de electroporación son un rendimiento rápido en combinación con bajo esfuerzo, así como el equipo técnico moderado y habilidades requeridas en comparación con las técnicas alternativas.
Introduction
La espermatogénesis en mamíferos se considera que es un proceso sofisticado de células madre auto-renovación sometidos sucesivamente la mitosis, la meiosis y diferenciación con el fin de desarrollar en espermatozoides maduros haploide. Estos cambios morfológicos son orquestados por diferentes tipos de células, ya pesar de profundos intentos, todavía es imposible de imitar estos procesos en cultivo celular 1,2. Por lo tanto, la investigación sobre la espermatogénesis hasta ahora se basa en organismos vivos como modelos in vivo. En general, los estudios de la función génica se basan generalmente en animales transgénicos. Sin embargo, la generación y el mantenimiento de este tipo de modelo animal consume tiempo, costo intensiva y bastante elaborada. Esto se atribuye al proceso de mejora genética a largo requerido para generar y mantener el transgén largo de las generaciones. Además, la manipulación genética de todo el organismo por el enfoque transgénico o knockout es propenso a causar alteraciones fisiológicas cuando la orientación genes con funciones esenciales en múltiples regiones, por ejemplo, fuera de los testículos o sistémica.
Además, algunos métodos de transfección transitoria se asocian con algunas desventajas cruciales. Por ejemplo, inconvenientes típicos de la transferencia de genes mediada por virus son la posible provocación de inmunorreacciones y reglamentos de seguridad adicionales, mientras que la lipofección y bombardeo de micropartículas 3 4 podría dañar el tejido y están limitadas a una cierta profundidad suficiente de células para la eficiencia de transfección.
En contraste, la electroporación (EP) como otra forma común de transfección transitoria, parece constituir una técnica prometedora para permitir la transfección in vivo y análisis in vivo de genes consistente en. En general, EP se conoce como un fenómeno dinámico que depende de la tensión transmembrana local con poros en consecuencia mediadas dentro de nanosegundos. Estas lagunas se pueden mantener durante milisegundos, suficiente to conceder acceso a ADN, ARN o moléculas pequeñas 5. Cuando el voltaje aplicado es demasiado alto, el carácter generalmente transitoria de EP se contrarresta debido a la producción de calor y la inducción de permeabilización demasiado amplia con el consiguiente daño irreversible de la célula 5.
Aquí, se muestra que la electroporación es un sistema de transfección eficaz y económico que es capaz de ser utilizado para la transformación genética testículo con el fin de dilucidar las características testiculares de genes in vivo. En este artículo se aborda la preparación de plásmido, microinyección por el conducto eferente y la posterior electroporación de testículos de ratón. Este procedimiento puede ser el medio de elección para lograr la transfección rápido, específico y eficaz de los túbulos seminíferos de los testículos de ratón in vivo con el fin de investigar los procesos de la espermatogénesis.
Protocol
Representative Results
Discussion
La investigación en el campo de la biología reproductiva, particularmente en el área de la fertilidad masculina y la espermatogénesis, inevitablemente, se basa en los organismos vivos. Con el fin de examinar la función testicular, sin cultivo celular adecuado / sistema in vitro se ha establecido capaz de reflejar todas las cruciales cambios morfológicos de una espermatogonia diploide a un 1,2 espermatozoide maduro haploide. Por lo tanto, la generación de animales modificados g…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Damos las gracias a Birgit Westernstroeer del Centro de Medicina Reproductiva y Andrología de la Universidad de Münster para la enseñanza de la microinyección testicular. Además, estamos agradecidos a Ursula Antkewitz y Petra Reckling para la asistencia técnica. Agradecemos a la Fundación Alemana de Investigación (DFG) para apoyar este trabajo (WE2458 / 10-1).
Materials
|
centrifuge |
Sigma | 1-15 PK | |
| spectrophotometer | Nanodrop | ND-1000 | |
| micropipette puller | Narishige | PC-10 | vertical capillary puller |
| microinjection capillaries | Clark | GC100-10 | borosilicate standard wall |
| micropipette beveler | Bachofer | Typ 462 | rotating disk beveler |
| electroporator | Nepagene | CUY 21EDIT | square wave electroporator |
| tweezer electrodes | Nepagene | CUY 650P5 | 5 mm Ø disk electrodes |
| stereo microscope | Zeiss | Stemi 2000-C | |
| cold light source | Zeiss | KL 1500LCD | |
| microinjection pump | Eppendorf | Femtojet | |
| micromanipulator | homemade | XYZ cross table | |
| surgical instruments | FST | scissors, forceps, needle holder |
|
| fine forceps | FST | Dumont #5, #7 | efferent ducts preparation |
| Michel clip applying stapler | FST | Michel, 12029-12 | |
| Michel suture clips | FST | Michel, 12040-01 | 7.5 x 1.75 mm |
| surgical suture | Catgut 00 | Catgut Markenkirchen |
|
| syringe, with 30G needle | B. Braun | Omnican 40 | to load micropipette and for anesthesia |
| plasmid isolation kit | Promega | Cat. # A2495 | plasmid Midiprep |
| plasmid pEGFP-C1 | Clontech | Cat. #6084-1 | CMV-promoter + EGFP |
| plasmid pDsRed2-N1 | Clontech | Cat. #6084-1 | CMV-promoter + DsRed2 |
| Fast Green dye | Sigma | F7258-25G | for dilution in ddH2O |
| 10x PBS, pH 7.4 | Carl Roth | 3957.1 | NaCl [1.37 M] |
| 6781.1 | KCl [27 mM] | ||
| T106.2 | Na2HPO4+2H2O [100 mM] | ||
| 3904.1 | KH2PO4 [18 mM] | ||
| 10% Ketamin | Serum Werk Bernburg |
Urotamin | mix in a rate 1:1 |
| 2% Xylazin | Serum Werk Bernburg |
Xylazin | |
| Sterilium | Bode Chemie | Sterillium | disinfection |
| vet ointment | S&K Pharma GmbH |
Kerato Biciron 5% Augensalbe |
or similar to prevent dryness of eyes |
| To-Pro-3 iodide | Invitrogen | T3605 |
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