Summary

만들기 해부학 적으로 정확하고 인간의 두뇌 종양의 재현 두개 내 이종 이식

Published: September 24, 2014
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Summary

뇌는 잘 시험관이나 자궁외 분석으로 표시되지 않은 자질을 가진 유일한 사이트입니다. 위치 재현성과 성장 특성 정위 마우스 모델을 확실 정위 고정기구 및 저압 주사기 펌프를 사용하여 두개 내 주사로 생성 될 수있다.

Abstract

특히 뇌 독특한 생리 학적 및 건축 자질을 가진 사이트에서 시험관과 자궁외 모델은 할 수 없습니다 – 정위 종양 모델은 살아있는 동물의 맥락에서, 현재에 개입하지 않고, 종양 유형의 특성을 연구하는 가장 좋은 방법입니다. 이러한 혈관, 혈액 뇌 장벽, 대사, 약물 전달 및 독성 및 다른 관련 요소의 호스트로서 기능을 차지한다. 동 소성 모델도 자신의 한계를 가지고 있지만, 관심의 적절한 기술 종양 세포가 정확하게 조직으로 접목 할 수와 함께 그 사람의 뇌에서 가장 밀접하게 모방 조건. 정확하게 재현성 생성 될 수 일관된 속도 및 압력 예측 성장률 인간 뇌 종양 마우스 모델에서의 위치를​​ 정의하기 위해 정밀하게 측정 된 볼륨을 제공하며 다양한 중재 신뢰성 분석에 적합한 방법을 사용함으로써. 여기에 설명 된 프로토콜은 TE에 집중chnical 성공 재현 종양의 성장을 설계 및 두개 내 주입을 준비하고, 수술을 수행하고, 보장의 내용과는 다른 뇌종양 모델의 범위를 사용자 정의 할 수있는 다양한 조건 포인트를 시작 제공합니다.

Introduction

뇌 종양 세포의 시험 관내 (in vitro) 연구에서 성장, 생존, 마이그레이션 및 암 세포의 침입을 운전하는 분자 메커니즘을 해부 매우 귀중한 아르; 배양 세포 실험, 신호 전달 경로 정의 잠재적 인 치료 목표를 제시하고, 약물 치료에 대한 세포 반응의 특성을 수 있습니다. 그러나 체외에서 시스템은 의약품에 대한 유기체의 반응을 예측하기가 너무 단순하다; 그들은 생리적 반응, 면역 반응, 세포 미세 환경, 동물 시스템을 생활의 전반적인 이질성이 부족하다. 유전자 조작 모델은 헤아릴 때 사용할 수 있지만, 분자 적 차이는 임상 적 관찰 ​​(1) 동물 모델을 비교할 때 상당한 차이의 결과로, 인간 공정 이벤트 요점을 되풀이하지 않을 수 종 및 뮤린 세포간에 존재. 플랭크의 피부 아래 인간 뇌종양 세포주의 피하 (SQ) 주사를 포함하는 마우스 이종 이식 모델을 수행하기 쉽다및 측정; 그들은 유전자 변형 및 약물 투여 / 전달, 대사 및 독성 효과를 해결하기 위해 사용될 수있다. 중요한 단점은, 그러나, SQ 모델의 유용성을 제한한다. 미세 환경은 자연적으로 발생하는 뇌종양의 요점을 되풀이하지 않습니다 : 다양한 종류의 세포와 조직의 상호 작용을; 뇌 혈관계 고유 로컬 및 무수한 다른 요인은 복제 될 수 없다. 보다 정확하게 천연 뇌종양의 고유 적 환경을 재현하고 약학 개입의 영향을 시험하기 위해, 마우스 동 소성 모델이 이용되어야한다. 또한, 동 소성 기술은 유전자 종양 발생, 또는 인간 간질 세포없이 수정 및 마우스의 관련 사이트에 주입 인간 기본 비 – 암성 세포 (분화 또는 전구)하는 유전 공학적 접근 방법의 일부로서 사용될 수있다 유사한 인간 1에서 볼.

이 문서에서는방법은 정확하고 재현성 생쥐에서 뇌 종양을 만들 수 있습니다. 이 기술을 사용하여, 사용자가 정확히 마우스 대뇌 피질 fronto-두정 시간 영역의 지정된 위치에 현탁 세포의 작은 분취 액을 주입 할 수있다. 마우스의 사망률은 매우 낮습니다; 우리 손에 더 마우스는 185 절차 후 수술 합병증으로 사망 없다. 얻어진 종양의 특성은 전형적인 인간 임상 종양의 것과 비교 될 수있다; 예를 들어 : 성장, 괴사의 정도, 침해의 정도, 세포 유형, 유사 분열 세포의 존재 등의 증식과 세포 자멸사의 마커의 이질성의 인텔리 세포주 또는 세분화 된 인체 조직 또는 종양 샘플은 자신의 능력에 따라 평가 될 수있다 실제 임상 양상을 시뮬레이션합니다. 제약은, 세포 배양에서의 성능에 기초하여 선택, 대사 기능, 순환계 및 혈액 – 뇌 장벽의 문맥에서 시험 될 수 그들은 동물 부담 재치에 존재하는하 종양, 관련 건축 맥락에서 모든. 또한, 주입을 위해 선택된 세포 유전자, 종양의 성장 및 생존에 등 노크 인 돌연변이를 특정 knockdowns, 삭제의 영향을 조사하기 위해 수정 될 수있다.

출판물의 수가 두개 다양한 기술을 이용하여 종양 연구를 문서화. 야마다 등의 알. 염료 및 U87 세포의 주입의 상세한 연구를하고 양과 분사 율을 최소화하는 최적의 종양이 생산하였습니다. . 브룩스 등은 마이크로 프로세서 제어 인젝터보다는 바이러스 벡터를 제공하는 수동 방법을 사용하여 뛰어난 재현성과 효율성을 발견; 최적 주입 파라미터에 관한 그들의 결론 셀 전달 3에 적용 가능하다. Shankavaram 외는. 뇌로 CL의 유전자 발현 프로필을 효과적으로 요약 (수동 방법을 사용하여) 다형성 아교 모세포종 (GBM) 세포주 orthotopically 주입 것으로 보여inical 종양보다 더 가깝게하거나 또는 SQ 체외 이식편의 전임상 연구를 위해 두개 4 모델의 사용을 지원. 지아니니 외은. 추가 마우스의 뇌에 직렬 계대하여 누드 마우스의 옆구리에 유지되었던 사람 수술 표본에서 세포를 주입하고,이 방법은 모델 (5)에 환자의 종양 유전자 변형을 유지하는 것이 나타났다. 비슷한 결과는 이순신 (6)에 의해보고되었다. 정위 설치 신중 정의 주사 부위, 및 느린 상승과 분사량을 이용하여, 그들이 일관된 성장 속도 및 높은 (100 %) 생착 레이트로 재현 뇌종양 획득. 이 기술의 유효성 따라서 잘 설립되었습니다; 문헌 조사는이 기술의 응용 프로그램이 광범위 것이 좋습니다. 카티 등은. 성공적으로 transgeni의 전두엽 피질에 치료 유전자를 발현하는 바이러스 벡터를 제공하기 위해 두개 내 주사를 사용알츠하이머 병 (7)의 C 모델입니다. Thaci는 외. 이미 orthotopically 주입 GBM 종양 8 운반 누드 마우스에게 신경 줄기 세포 기반 치료 용 담체에 온 콜리 틱 아데노 바이러스를 제공하는 두개 내 주사의 사용을 설명했다. 분명히, 두개 내 주사는 임상 연구를위한 다양하고 효과적인 도구입니다. 가시화 실험의 저널 이전 출판물 근본적인 접근 방법 9-11을 설명하지만, 우리는 쉬운에 마스터 기술을 사용하여보다 높은 정밀도로 두개 내 종양 주입 및 소성을 모델링의 개념을 가지고.

Protocol

모든 설명 된 절차를 검토하고 우리의 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다. 1 계획 실험 셀을 선택하는 주입한다. 부착 성 세포 배양 라인, 유 전적으로 변형 된 클론, neurosphere 셀, 차 배양, 또는 분해 된 종양 : 다양한 소스로부터 세포를 주입 후보들이다. 원하는 모델의 종류는 분사의 가장 적절한 위치를 정의하는 것이다. 주입 세포 수를 결?…

Representative Results

신뢰할 수있는 두개 내 이종 이식이 설명 된 기술로 만들 수 있습니다. 마우스 두개골의 중요한 구조 (그림 1) 식별 브레 그마의 인식을 허용하고 정확하고 재현성 주입 위치에 수사관을 안내합니다. 이러한 연구에서 U251 부모 행은, 루시퍼 라제 (U251 뤽) 또는 U87 형질 U251 세포는 인간 GBM 조직 배양 세포는 SF-DMEM 4-6 μL에 현탁 불멸화 및 2.5 mm (오른쪽) 측면, 1.5 mm 전방 주입 , 그리고 브레 …

Discussion

인체 뇌암의 동 소성 마우스 모델은 임상 치료의 효과를 평가하기위한 훌륭한 도구 일 수 있지만, 뇌 조직에서 세포의 위치를​​ 최적화하기 위해 수행해야 상관있다. 연구는 과도한 나누어 볼륨, 최적 주입 기술과 성급한 사출 속도는 (종양의 크기 2 leakiness 바람직하지 않은 위치 (심실, 척추, 경막 지역, 등.)에서 종양 세포의 모양과 높은 변화에 개인 관측을 이끌 수 있다는 것을 …

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

박사 키팅은 DOD 부여 CA100335에 의해 투자되고, 세인트 Baldrick의 재단 장학생이다.

Materials

Name of Reagent/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Equipment
Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console. Kopf Model 940
Mouse Gas Anesthesia Head Holder Kopf Model 923-B
Mouse Ear Bars Kopf Medel 922
Fiber Optic Illuminator Fisher 12-562-36
UltraMicroPump III WPI UMP3
Micro4 microprocessor WPI UMC4
Variable speed hand-held rotary drill Dremel Model 300
Dental drill bit, 1.0 mm Spoelting 514554
Adaptor for dental drill bit: 3/32 inch collet Dremel 481
Heating pad for mice
Isoflurane vaporizer system for mice
Medical tubing and connectors to connect isoflurane vaporizer with stereotaxic frame
Instruments
Precision 25 ul micro syringe Hamilton  7636-01 Model 702, without needle
Microsyringe needles, 26s gauge  Hamilton  7804-04 RN, 25 mm point style 2
Fine-tipped scissors (straight, sharp/sharp)
Medium-sized standard scissors
Standard serrated forceps
Serrated hemostats (2)
Fine-tipped forceps
Supplies
Sutures 5-0 vicryl P-3 13 mm (Ethicon) MWI J463G
Surgical blades #10, stainless (Feather) Fisher 296#10
Isoflurane (Fluriso)  VetOne  NDC 13985-528-60 Item #502017. Liquid inhalation anesthetic. federal law restricts this drug to use by or on the order of a licensed veterinarian.
Carprofen (Rimadyl Injectable 50 mg/mL)  Pfizer NDC 61106-8507-01 dilute in saline
Ophthalmic ointment (artificial tears) Rugby NDC 0536-6550-91
Topical antibiotic (AK-Poly-Bac ) Akorn NDC 17478-238-35
Povidone-iodine topical antiseptic, 10% (Betadine) Betadine NDC 67618-150-04
Hydrogen Peroxide, 30% Fisher  H325-100 for visualizing skull landmarks
Sterile saline VetOne   NDC 13985-807-25 for diluting solutions, cleaning tissue
Bone wax WPI Item #501771
Sterile drapes McKesson 25-517
Sterile surgical gloves McKesson (to fit)
Sterile gauze pads, 2 x 2 Fisherbrand  22028556
Sterile gauze pads, 4 x 4 Fisherbrand  22-415-469
Alcohol prep pads (medium) PDI B603
Sterile cotton-tipped applicators Fisherbrand  23-400-114
Sterile 0.5 ml screw cap tube with caps for cells USA Scientific 1405-4700 for cells
Individually wrapped sterile dispo pipettes Fisher BD 357575 for needle cleaning solutions
BD insulin syringes with needles  Fisher 329461 for analgesic
70% ethanol for cleaning
Sterile di H2O for cleaning
Microfuge tubes for cleaning solutions for needle cleaning solutions
Felt tip pen (dedicated) for marking skull

Riferimenti

  1. Heyer, J., Kwong, L. N., Lowe, S. W., Chin, L. Non-germline genetically engineered mouse models for translational cancer research. Nature reviews. Cancer. 10, 470-480 (2010).
  2. Yamada, S., et al. A method to accurately inject tumor cells into the caudate/putamen nuclei of the mouse brain. The Tokai journal of experimental and clinical medicine. 29, 167-173 (2004).
  3. Brooks, A. I., et al. Reproducible and efficient murine CNS gene delivery using a microprocessor-controlled injector. Journal of neuroscience. 80, 137-147 (1998).
  4. Shankavaram, U. T., et al. Molecular profiling indicates orthotopic xenograft of glioma cell lines simulate a subclass of human glioblastoma. Journal of cellular and molecular medicine. 16, 545-554 (2012).
  5. Giannini, C., et al. Patient tumor EGFR and PDGFRA gene amplifications retained in an invasive intracranial xenograft model of glioblastoma multiforme. Neuro-oncology. 7, 164-176 (2005).
  6. Yi, D., Hua, T. X., Lin, H. Y. EGFR gene overexpression retained in an invasive xenograft model by solid orthotopic transplantation of human glioblastoma multiforme into nude mice. Cancer investigation. 29, 229-239 (2011).
  7. Carty, N., et al. Intracranial injection of AAV expressing NEP but not IDE reduces amyloid pathology in APP+PS1 transgenic mice. PLos ONE. 8, e59626 (2013).
  8. Thaci, B., et al. Pharmacokinetic study of neural stem cell-based cell carrier for oncolytic virotherapy: targeted delivery of the therapeutic payload in an orthotopic brain tumor model. Cancer gene therapy. 19, 431-442 (2012).
  9. Ozawa, T., James, C. D. Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging. J. Vis. Exp. (41), (2010).
  10. Valadez, J. G., Sarangi, A., Lundberg, C. J., Cooper, M. K. Primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase I mutation. J. Vis. Exp. (83), (2014).
  11. Baumann, B. C., Dorsey, J. F., Benci, J. L., Joh, D. Y., Kao, G. D. Stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme. J. Vis. Exp. (67), (2012).
  12. Iwami, K., et al. A novel method of intracranial injection via the postglenoid foramen for brain tumor mouse models. Journal of neurosurgery. 116, 630-635 (2012).
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Citazione di questo articolo
Pierce, A. M., Keating, A. K. Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors. J. Vis. Exp. (91), e52017, doi:10.3791/52017 (2014).

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