Protokolle für Robust Herbizidresistenz Testing in verschiedene Unkrautarten
Summary
A robust and flexible approach to confirm herbicide resistance in weed populations is presented. This protocol allows the herbicide resistance levels to be inferred and applied to a wide range of weed species and herbicides with minor adaptations.
Abstract
Robust protocols to test putative herbicide resistant weed populations at whole plant level are essential to confirm the resistance status. The presented protocols, based on whole-plant bioassays performed in a greenhouse, can be readily adapted to a wide range of weed species and herbicides through appropriate variants. Seed samples from plants that survived a field herbicide treatment are collected and stored dry at low temperature until used. Germination methods differ according to weed species and seed dormancy type. Seedlings at similar growth stage are transplanted and maintained in the greenhouse under appropriate conditions until plants have reached the right growth stage for herbicide treatment. Accuracy is required to prepare the herbicide solution to avoid unverifiable mistakes. Other critical steps such as the application volume and spray speed are also evaluated. The advantages of this protocol, compared to others based on whole plant bioassays using one herbicide dose, are related to the higher reliability and the possibility of inferring the resistance level. Quicker and less expensive in vivo or in vitro diagnostic screening tests have been proposed (Petri dish bioassays, spectrophotometric tests), but they provide only qualitative information and their widespread use is hindered by the laborious set-up that some species may require. For routine resistance testing, the proposed whole plant bioassay can be applied at only one herbicide dose, so reducing the costs.
Introduction
Herbizide sind die am häufigsten verwendete Unkrautbekämpfungsmaßnahme, einem Anteil von bis zu 50% der globalen Pflanzenschutzmarkt 1. Sie sind relativ billig Werkzeuge, vermeiden arbeitsintensive und zeitraubende Bodenbearbeitung Praktiken und letztlich in kostengünstige, sichere und rentable Nahrungsmittelproduktion 2 führen. Doch der große phänologischen und genetische Variabilität vorhanden in vielen Unkrautarten, zusammen mit einer zu starken Abhängigkeit von Herbiziden, führt häufig zu der Auswahl von herbizidresistenten Unkrautpopulationen. Die Einführung von selektiven Herbiziden mit einem sehr spezifischen metabolischen Ziel 3-5 hat sich dramatisch die Anzahl von Widerstands Fällen über die Jahre. Bis heute haben 240 Unkrautarten (140 Dikotyledonen und Monokotyledonen 100) weltweit Resistenz gegen verschiedene Herbizidwirkorten (SOA) 4 entwickelt. Dies ist ein wichtiges Anliegen für die Unkrautbekämpfung und allgemeiner für eine nachhaltige Pflanzenproduktion.
e_content "> Früherkennung von Widerstand, auf der Grundlage zuverlässiger Tests im Gewächshaus häufig durchgeführt wird, ist ein wichtiger Schritt, um Herbizid-resistenten Unkräutern zu verwalten. Verschiedene Ansätze wurden nach den Zielen, erforderliche Genauigkeit, Zeit und Ressourcen zur Verfügung entwickelt, wie sowie der Unkrautarten berücksichtigt 6-12. Wenn jedoch eine Bestätigung der Resistenz Status einer neuen Unkraut Biotyp erforderlich (dh eine Gruppe von Personen, die mehrere physiologische Merkmale teilen, einschließlich der Fähigkeit, ein oder mehrere Herbizide a gehör überleben bestimmten Gruppe in einer Dosis, die normalerweise zu steuern würde sie verwendet wird), muss eine robuste ganze Pflanze Bioassay in einer kontrollierten Umgebung, 4, 11 durchgeführt werden.Ein Biotop ist selten beständig gegen nur ein Herbizid. Jedes Biotyp ist daher durch einen gewissen Widerstandsstruktur, dh die Anzahl und Art von SOA der Herbizide sie resistent gegen charakterisiert und durch einen gegebenen WiderstandStufe zu jedem Herbizid 13. Die frühe und zuverlässige Bestimmung des Musters der Quer oder Mehrfachresistenz 5, 14 wichtig für die Feldresistenzmanagement.
Es ist erwähnenswert, dass Herbizidresistenz hat nichts mit der natürlichen Toleranz tun wert, dass einige Unkrautarten weisen in Richtung einiger Herbizide, zB dicot Arten vs. ACCase-hemmenden Herbizide, monokotylen Arten vs. 2,4-D, Equisetum arvense vs. Glyphosat.
Dieser Beitrag stellt einen robusten Ansatz für die Prüfung mutmaßlichen herbizidresistenter Biotypen in Bereichen, in denen eine schlechte Kontrolle von Herbizid (en) ausgewiesen wurden abgetastet. Relevante Varianten den Standardprotokollen in an den betreffenden Unkrautarten vorgestellt. Die Vorteile gegenüber alternativen Techniken / Protokolle, die entweder auf ganze Pflanze Bioassays unter Verwendung von nur einem Herbizid Dosis 15 oder Behandlung von Saatgut in Petrischalen 8 sind mit dem höheren zuverlässigen un bezogenenility und die Möglichkeit Ableiten der Widerstand wegen der Einbeziehung von zwei Herbiziddosen in den Experimenten. Aber für Routineresistenztests, die gleichen Methoden können nur an einer Herbizid-Dosis aufgebracht werden, so dass die Verringerung der Kosten.
Sowie die Möglichkeit Bestätigung des Widerstandszustand kann die erhaltenen Informationen sowohl für die Optimierung folgende Forschungsschritte und / oder der Ausarbeitung Sound Resistenzmanagementstrategien verwendet werden.
Protocol
Representative Results
Discussion
Mehrere Schritte innerhalb der Protokolle sind entscheidend für eine erfolgreiche Bewertung der Herbizidresistenz in einer Population: 1) Samen sollten gesammelt werden, wenn fällig aus Pflanzen, die die Herbizidbehandlung (en) überlebt hatte. Reifung der Samen auf der Mutterpflanze ist von entscheidender Bedeutung, um Schwierigkeiten bei der Keimung der Samen später zu vermeiden; 2) die fachgerechte Lagerung von Samen wird empfohlen, um die Proliferation von Formen, die Keimung verhindern würden, zu vermeiden; 3) …
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The research was supported by the National Research Council (CNR) of Italy. The authors thank GIRE members for collecting seed samples and are grateful to Alison Garside for revising the English.
Materials
| Paper bags | Celcar SAS | ||
| Plastic dishes | ISI plast S.p.A. | SO600 | Transparent plastic |
| Sulfuric acid 95-98% | Sigma-Aldrich | 320501 | |
| Non-woven fabric | Carretta Tessitura | Art.TNT17 | Weight 17 gr m–² |
| Chloroform >99.5% | Sigma-Aldrich | C2432 | |
| Agar | Sigma-Aldrich | A1296 | |
| Potassium nitrate >99.0% | Sigma-Aldrich | P8394 | |
| Plastic containers | Giganplast | 1875/M | 600 x 400 x 110 mm |
| Plastic trays | Piber plast | G1210A | 325 x 265 x 95 mm |
| Polystyrene trays | Plastisavio | S24 | 537x328x72 mm, 24 round cells (6×4) |
| Copper sulfate | Sigma-Aldrich | 451657 | |
| Agriperlite | Blu Agroingross sas | AGRI100 | |
| Peat | Blu Agroingross sas | TORBA250 | |
| Germination cabinet | KW | W87R | |
| Nozzles | Teejet | XR11002-VK, TP11001-VH | The second type of nozzles are used only for glyphosate |
| Barcode generator | Toshiba TEC | SX4 | |
| Labels with barcode | Felga | TT20200 | Stick-in labels with rounded corners |
| Barcode reader | Cipherlab | 8300-L | Portable data terminal |
| Bench sprayer | – | – | Built in house |
| HERBICIDES INCLUDED IN THE RESULTS: | |||
| Commercial product | Active ingredient | Company | Comments |
| Altorex | imazamox | BASF | |
| Azimut | florasulam | Dow AgroSciences | |
| Biopower | Bayer Crop Science | Surfact to be used with Hussar WG | |
| Dash | BASF | Surfact to be used with Altorex | |
| Granstar | tribenuron-methyl | Dupont | |
| Gulliver | azimsulfuron | Dupont | |
| Hussar WG | iodosulfuron | Bayer Crop Science | |
| Nominee | bispyribac-Na | Bayer Crop Science | |
| Roundup | glyphosate | Monsanto | |
| Trend | Dupont | Surfact to be used with Granstar and Gulliver | |
| Viper | penoxsulam | Dow AgroSciences | |
| Weedone LV4 | 2,4-D | Isagro | |
Riferimenti
- Massa, D., Kaiser, Y. I., Andújar-Sánchez, D., Carmona-Alférez, R., Mehrtens, J., Gerhards, R. Development of a geo-referenced database for weed mapping and analysis of agronomic factors affecting herbicide resistance in Apera spica-venti L. Beauv. (Silky Windgrass). Agronomy. 3 (1), 13-27 (2013).
- Powles, S. B., Shaner, D. L. . Herbicides Resistance and World Grains. , 308 (2001).
- Sattin, M. Herbicide resistance in Europe: an overview. Proc. BCPC International Congress. , 131-138 (2005).
- Jasieniuk, M., Le Corre, V. Deciphering the evolution of herbicide resistance in weeds. Trends Genet. 29 (11), 649-658 (2013).
- Heap, I. M. Identification and documentation of herbicide resistance. Phytoprotection. 75 (4), 85-90 (1994).
- Beckie, H. J., Heap, I. M., Smeda, R. J., Hall, L. M. Screening for herbicide resistance in weeds. Weed Technol. 14 (2), 428-445 (2000).
- Tal, A., Kotoula-Syka, E., Rubin, B. Seed-bioassay to detect grass weeds resistant to acetyl coenzyme A carboxylase inhibiting herbicides. Crop Prot. 19, 467-472 (2000).
- Boutsalis, P. Syngenta Quick-Test: a rapid whole-plant test for herbicide resistance. Weed Technol. 15 (2), 257-263 (2001).
- Menchari, Y., et al. Weed response to herbicides: regional-scale distribution of herbicide resistance alleles in the grass weed Alopecurus myosuroides. New Phytol. 171 (4), 861-874 (2006).
- Burgos, N. R., et al. Review: confirmation of resistance to herbicides and evaluation of resistance levels. Weed Sci. 61 (1), 4-20 (2013).
- Owen, M. J., Martinez, N. J., Powles, S. B. Multiple herbicide-resistant Lolium rigidum. (annual ryegrass) now dominates across the Western Australian grain belt. Weed Res. 54 (3), 314-324 (2014).
- Beckie, H. J., Tardif, F. J. Herbicide cross resistance in weeds). Crop Prot. 35, 15-28 (2012).
- Moss, S. R., et al. The occurrence of herbicide-resistant grass-weeds in the United Kingdom and a new system for designating resistance in screening assays. Proc. BCPC Weeds. , 179-184 (1999).
- Baskin, C. C., Baskin, J. M. . Seeds, Ecology, Biogeography and Evolution of dormancy and Germination. , 27-42 (1998).
- Sattin, M., Gasparetto, M. A., Campagna, C. Situation and management of Avena sterilis. ssp. ludoviciana. and Phalaris paradoxa. resistant to ACCase inhibitors in Italy. Proc. BCPC – Weeds. , 755-762 (2001).
- Scarabel, L., Varotto, S., Sattin, M. A European biotype of Amaranthus retroflexus. cross-resistant to ALS inhibitors and response to alternative herbicides. Weed Res. 47 (6), 527-533 (2007).
- Collavo, A., Panozzo, S., Lucchesi, G., Scarabel, L., Sattin, M. Characterisation and management of Phalaris paradoxa. resistant to ACCase-inhibitors. Crop Prot. 30 (3), 293-299 (2011).
- Scarabel, L., Carraro, N., Sattin, M., Varotto, S. Molecular basis and genetic characterisation of evolved resistance to ALS-inhibitors in Papaver rhoeas. Plant Sci. 166 (3), 703-709 (2004).
- Panozzo, S., Scarabel, L., Tranel, P. J., Sattin, M. Target-site resistance to ALS inhibitors in the polyploid species Echinochloa crus-galli. Pestic. Biochem. Phys. 105 (2), 93-101 (2013).
- Sattin, M., Berto, D., Zanin, G., Tabacchi, M. Resistance to ALS inhibitors in rice in north-western Italy. Proc. BCPC. Weeds. , 783-790 (1999).
- Scarabel, L., Berto, D., Sattin, M. Dormancy breaking and germination of Alisma plantago-aquatica. and Scirpus mucronatus. Aspects of Applied Biology. 69, 285-292 (2003).
- Collavo, A., Strek, H., Beffa, R., Sattin, M. Management of an ACCase-inhibitor-resistant Lolium rigidum. population based on the use of ALS inhibitors: weed population evolution observed over a 7 years field-scale investigation. Pest Manag. Sci. 69 (2), 200-208 (2013).
- Scarabel, L., Panozzo, S., Savoia, W., Sattin, M. Target-site ACCase-resistant Johnsongrass (Sorghum halepense). selected in summer dicot crops. Weed Technol. 28 (2), 307-315 (2014).
- Hess, M., Barralis, H., Bleiholder, H., Buhur, L., Eggers, T., Hack, H., Strauss, R. Use of the extended BBCH scale – general for the description of the growth stages of mono- and dicotyledonous weed species. Weed Res. 37 (6), 433-441 (1997).
- Collavo, A., Sattin, M. First glyphosate-resistant Lolium. spp. biotypes found in a European annual arable cropping system also affected by ACCase and ALS resistance. Weed Res. 54 (4), 325-334 (2014).
- Scarabel, L., Cenghialta, C., Manuello, D., Sattin, M. Monitoring and management of imidazolinone-resistant red rice (Oryza sativa. L., var. sylvatica.) in Clearfield® Italian paddy rice. Agronomy. 2 (4), 371-383 (2012).
- Zelaya, I. A., Anderson, J. A. H., Owen, M. D. K., Landes, R. D. Evaluation of spectrophotometric and HPLC methods for shikimic acid determination in plants: Models in glyphosate-resistant and-susceptible crops. J. Agric. Food Chem. 59 (6), 2202-2212 (2011).
