Полный и обновленный "Коловратки поликультуры Метод" для выращивания первого кормления данио рерио
Summary
Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This “polyculture” strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.
Abstract
The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science. One of the most demanding technical aspects of culture of this species in the laboratory is rearing first-feeding larvae to the juvenile stage with high rates of growth and survival. The central management challenge of this developmental period revolves around delivering highly nutritious feed items to the fish on a nearly continuous basis without compromising water quality. Because larval zebrafish are well-adapted to feed on small zooplankton in the water column, live prey items such as brachionid rotifers, Artemia, and Paramecium are widely recognized as the feeds of choice, at least until the fish reach the juvenile stage and are able to efficiently feed on processed diets. This protocol describes a method whereby newly hatched zebrafish larvae are cultured together with live saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) in the same system. This polyculture approach provides fish with an “on-demand”, nutrient-rich live food source without producing chemical waste at levels that would otherwise limit performance. Importantly, because the system harnesses both the natural high productivity of the rotifers and the behavioral preferences of the fish, the labor involved with maintenance is low. The following protocol details an updated, step-by-step procedure that incorporates rotifer production (scalable to any desired level) for use in a polyculture of zebrafish larvae and rotifers that promotes maximal performance during the first 5 days of exogenous feeding.
Introduction
Данио (Danio rerio) является выдающимся лабораторным животным используется в растущем числе научных дисциплин, в том числе, но не ограничиваясь генетики развития, токсикологии, поведения, аквакультуры, регенеративной биологии и моделирования многих человеческих расстройств 1 – 5. Хотя вид сравнительно легко поддерживать в лаборатории, существует ряд проблем управления, связанных с их культурой 6. Наиболее известным из них является личиночной разведение, особенно когда рыба впервые начинают кормить после инфляции газ мочевого пузыря 7. В нормальных условиях, контролируемых, это событие происходит в развития ~ 5 дней после оплодотворения (DPF), с учетом следующих 3 – 5 дней роста является особенно критической 7. Центральный техническая трудность на этом этапе является адекватно отвечать питательные требования первого личинок кормления – элементы подачи должна быть соответствующего размера, Digesвержены, привлекательный, и доступны на почти постоянной основе, не создавая чрезмерного отходов в культивирования танков. Исторически это было достигнуто, как правило, путем предоставления многочисленных небольших количеств корма для рыбы в резервуарах, наряду с обычной водообмена 8,9. Хотя эти методы в какой-то степени успешными, они неэффективны, требуют высоких затрат труда, и вернуться только переменную и ограниченные темпы роста и выживания 10.
В природе, по-видимому данио личинки питаются обильными небольшой зоопланктона настоящее время в толще воды 11. По этой причине, larviculture протоколы, которые включают живые каналы, такие как Рагатесшт, коловраток и Artemia обычно наиболее эффективным 7. В 2010 году, лучшее и соавторы показали, что можно было выращивать личинок данио в статическом, солоноватой воды наряду с морских коловраток за первые 5 дней экзогенного питания 12. Этот подход, который использоватьES естественный высокая производительность коловраток культур, чтобы обеспечить достаточное, очень питательный добычу, не загрязняя воду, дает очень высокие темпы роста личинок и выживания с низкой трудоемкости 12,13. В последние годы все большее число лабораторий по всему миру приняли изменения этого протокола, и сейчас многие культивирования коловраток в непрерывном режиме, чтобы поддержать детские системы 14.
За последние несколько лет, как методы коловратки / данио поликультуры и производства коловратки были уточнены и улучшены, чтобы стать более стандартизированными и легко масштабируемым. Эта статья предусматривает шаг за шагом инструкции для 1) непрерывный и надежный производства коловраток и 2) создание коловратки / данио системы поликультуры используется для поддержки высоких темпов роста рыбы в течение первых 5 дней экзогенного питания.
Protocol
Representative Results
Discussion
Успешная реализация метода поликультуры коловраток для кормления личинок данио раннего требует эффективных протоколов для двух задач: установление и поддержание системы непрерывного коловраток культуры, чтобы накормить рыбу, и культивирование первой кормления личинок данио вместе…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Уход и использование рыбы создается для представительных результатов, описанных в данном протоколе была выполнена в полном соответствии с руководящими принципами, изложенными Комитетом по уходу и использованию животного Институциональная в больнице Бостона Детский протокол # 14-05-2673R.
Materials
| Rotifer Culture Infrastructure | |||
| 100 Liter Culture Vessel | Aquaneering | Custom | Polycarbonate culture vessel, conical bottomed, with drain valve |
| 5 Gallon Culture Bucket Kit | Reed Mariculture | CCS Starter Kit | Small volume culture vessel for small facilities |
| Rigid Clear Tubing 1/2" O.D., 36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for air delivery |
| Mesh tube | Pentair Aquatic Ecosystems | RT444X | Mesh tube support for floss filter |
| Rotifer Floss | Reed Mariculture | Rotifer floss 12” x 42” | Particulate waste trap |
| Peristaltic Metering Timer Pump, 5 GPD | Grainger | 38M003 | Metering pump with timer for dosing feed to rotifers |
| Peristaltic Metering Timer Pump, 1-100 mL/h (for smaller-scale culture) | Coral Vue | SKU: IC-LQD-DSR | Metering pump with timer for dosing feed to rotifers |
| Silicone Tubing | Cole Parmer | Tubing for algae delivery to rotifer vessel | |
| Rigid Clear Tubing " O.D.,36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for air delivery to algae paste |
| Rigid Clear Tubing O.D., 36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for algae delivery |
| Rotifers | |||
| Live Rotifers Brachionus plicatilis Type L | Reed Mariculture | Type L 5 million | Rotifer stock culture for system startup |
| Rotifer Feed | |||
| Sodium hydroxymethylsulfonate | Reed Mariculture | ClorAm-X® 1lb tub | Ammonia reducer for algae feed mix |
| Sodium Bicarbonate | Fisher Scientific | S25533B | pH buffer for algae feed mix |
| Microalgae concentrate | Reed Mariculture | Rotigrow Plus® 1 liter bag | Nutritionally optimized rotifer feed |
| Water Preparation | |||
| Reef Crystals Reef Salt | That Fish Place | 198210 | Salt for making culture water (NOTE: this item is an example only; any contaminant free salt formulations may be used). |
| Refractometer | Pentair Aquatic Ecosystems | SR6 | measuring salinity |
| Rotifer Culture Equipment | |||
| Plankton Collectors 12" Dia, 53 microns | Pentair Aquatic Ecosystems | BBPC20 | Mesh screen for collecting rotifers |
| Scrub Pads | Pentair Aquatic Ecosystems | SCR-58 | Scrub pad for cleaning inside of culturing vessels |
| Scrub Brush | |||
| Bucket | Grainger Supply | 43Y530 | Graduated bucket for mixing culture water |
| Hatching Jar | Pentair Aquatic Ecosystems | J30 | Storage of algae feed mix |
| Lugol’s Solution, Dilute | Fisher Scientific | S99481 | Agent used to immobilize live rotifers for counting |
| Sedgewick-Rafter plankton counting slide with grid | Pentair Aquatic Eco-Systems | M415 | Counting rotifers |
| Miscelleneous | |||
| Tea Strainer | Kitchenworks | 971972 | Used for collecting zebrafish embryos after spawning |
Riferimenti
- Ribas, L., Piferrer, F. The zebrafish (Danio rerio) as a model organism, with emphasis on applications for finfish aquaculture research. Reviews in Aquaculture. 6, 209-240 (2014).
- Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nature reviews. Genetics. 11, 710-722 (2010).
- Gemberling, M., Bailey, T. J., Hyde, D. R., Poss, K. D. The zebrafish as a model for complex tissue regeneration. Trends in genetics TIG. 29, 611-620 (2013).
- Santoriello, C., Zon, L. I. Hooked! modeling human disease in zebrafish. Journal of Clinical Investigation. 122, 2337-2343 (2012).
- Selderslaghs, I. W. T., Blust, R., Witters, H. E. Feasibility study of the zebrafish assay as an alternative method to screen for developmental toxicity and embryotoxicity using a training set of 27 compounds. Reproductive Toxicology. 33 (2), 142-154 (2012).
- Lawrence, C. The husbandry of zebrafish (Danio rerio): A review. Aquaculture. 269, 1-20 (2007).
- Harper, C., Lawrence, C. . The Laboratory Zebrafish (Laboratory Animal Pocket Reference). , (2010).
- Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. . Zebrafish, A Practical Approach. , (2002).
- Westerfield, M. . The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish. , (2007).
- Carvalho, P., Arau, L. Rearing zebrafish (Danio rerio) larvae without live food: evaluation of a commercial, a practical and a purified starter diet on larval performance. Aquaculture Research. 37, 1107-1111 (2006).
- Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio. Biol Rev Camb Philos Soc. 83 (1), 13-34 (2008).
- Best, J., Adatto, I., Cockington, J., James, A., Lawrence, C. A novel method for rearing first-feeding larval zebrafish: polyculture with Type L saltwater rotifers (Brachionus plicatilis). Zebrafish. 7 (3), 289-295 (2010).
- Lawrence, C. Advances in zebrafish husbandry and management. Methods in Cell Biology. 104, 429-451 (2011).
- Lawrence, C., Sanders, E., Henry, E. Methods for culturing saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) for rearing larval zebrafish. Zebrafish. 9, 140-146 (2012).
- Tucker, C. S., Hargreaves, J. A. . Biology and Culture of Channel Catfish. 34, 634-657 (2004).
