Création d'abdominaux adhérences chez la souris

Summary

Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Abstract

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or intraabdominal infection. The precise mechanisms underlying adhesion formation are poorly understood. Many compounds and physical barriers have been tested for their ability to prevent adhesions after surgery with varying levels of success. The mouse and rat are important models for the study of abdominal adhesions. Several different techniques for the creation of adhesions in the mouse and rat exist in the literature. Here we describe a protocol utilizing abrasion of the cecum with sandpaper and sutures placed in the right abdominal sidewall. The mouse is anesthetized and the abdomen is prepped. A midline laparotomy is created and the cecum is identified. Sandpaper is used to gently abrade the surface of the cecum. Next, several figure-of-eight sutures are placed into the peritoneum of the right abdominal sidewall. The abdominal cavity is irrigated, a small amount of starch is applied, and the incision is closed. We have found that this technique produces the most consistent adhesions with the lowest mortality rate.

Introduction

adhérences abdominales sont une forme de tissu cicatriciel qui se forment dans l'abdomen en réponse à l'inflammation, généralement après une intervention chirurgicale ou une infection intra-abdominale. Les adhérences sont une cause majeure de douleurs abdominales chroniques et l' infertilité, et sont la cause la plus fréquente de l' intestin grêle obstruction ^1. La présence d'adhérences rend la réalisation d' une seconde opération abdominale plus difficile et augmente le risque de complications ^2.

Malgré des années de recherche, les mécanismes sous-jacents de la formation d'adhérences restent mal connus. Il est connu qu'une lésion initiale à la surface péritonéale provoque une exsudation de fibrine riche en fluide, qui constitue alors un caillot qui se lie à la surface des intestins et de la paroi abdominale , ainsi que ^3. Plus tard, des fibroblastes et d' autres cellules migrent dans l'espace de l' adhésif et du tissu conjonctif sécrètent ^4. Au cours des mois à des années l'adhésion arrive à maturité en développant les vaisseaux sanguins et les nerfs <sup> 5.

Il existe plusieurs produits commerciaux qui sont conçus pour réduire la formation d'adhérences après une chirurgie abdominale (par exemple Seprafilm®). Tous ces produits agissent comme des barrières mécaniques et arrêter la formation d'adhérences en empêchant le contact physique entre les boucles de l' intestin et le ^6,7 de la paroi abdominale. En dépit des preuves d'un essai contrôlé qu'une barrière d'adhérence chirurgicale réduit la formation d'adhérences ^8, de nombreux chirurgiens ont été déçus anecdotique avec l'efficacité des produits de barrière mécanique.

Actuellement, il n'y a pas de traitements anti-adhérence à base de médicaments, ce qui reflète le fait que les processus précis impliqués dans la formation d'adhérences sont mal comprises. Le développement d'une thérapie qui cible spécifiquement les agents cellulaires et moléculaires impliqués dans la formation d'adhérences, il faudra une meilleure compréhension des événements qui sont impliqués dans la formation de l'adhérence. Plusieurs groupess ont identifié les voies moléculaires qui peuvent être importants pour la formation d'adhérences ^9-11. Des modèles animaux fournissent un environnement exceptionnel pour étudier la formation d'adhérences. De nombreuses études ont été publiées décrivant la création chirurgicale d'adhérence chez plusieurs animaux, notamment le rat et la souris ^6,12-14. Compte tenu de notre expérience avec l'étude de la fibrose chez la souris et la grande disponibilité des souris transgéniques et des anticorps à base de souris, nous avons choisi la souris comme modèle pour l'étude des adhérences. Ici, nous rapportons la technique que nous avons mis au point pour créer de façon reproductible et fiable des adhérences abdominales chez la souris.

Protocol

Le protocole suivant a été approuvé par le Institutional soin et l'utilisation des animaux Comité Université Stanford (IACUC) et respecte toutes les directives éthiques institutionnelles relatives à l'utilisation des animaux de recherche. 1. Création d'adhérences abdominales Commencez la souris sur l'antibiotique chow régime une semaine avant la procédure. Autoclave les instruments chirurgicaux et préchauffer la solution d'irrigation salin…

Representative Results

A sept jours après la chirurgie, le caecum et éventuellement le côlon ascendant, le foie et les boucles de l'intestin grêle doit être adhérente à la paroi abdominale du côté droit. (Figure 8) de tissu excisé peut être intégré et sectionné et donnera d' excellentes lames histologiques. (Figure 11, 12) Lorsque la procédure est exécutée correctement, 100% des souris…

Discussion

Les étapes essentielles de cette procédure sont: abraser soigneusement le caecum sans provoquer la perforation, en plaçant des sutures dans la paroi latérale abdominale, et appliquer la bonne quantité d'amidon. Seulement appliquer du papier de verre pour le caecum, ou à une petite partie spécifique de l'intestin. Une large utilisation de papier de verre sur de grandes quantités de l'intestin grêle a tendance à provoquer un iléus significatif. Prenez soin d'abraser le caecum avec suffisamment d…

Materials

Fisherbrand Absorbent Underpads, 20" x 24"	Fisher Scientific	14-206-62
Polylined Sterile Field, 18" x 24"	Busse Hospital Disposables	696	Cut a rectangular hole of the appropriate size
Isothesia isoflurane	Henry Schein	050033
Fisherbrand Sterile cotton gauze pad, 4" x 4"	Fisher Scientific	22-415-469
Puralube petrolatum ophthalmic ointment, 1/8 oz. tube	Dechra Veterinary Products	NDC 17033-211-38
Nair depilatory cream	Church & Dwight Co.	22339-05
Buprenex buprenorphine  0.3 mg/mL	Reckitt Benckiser Pharmaceuticals Inc.	NDC 12496-0757-5
1 cc insulin syringe, 27G	Becton  Dickinson	329412
Povidone Iodine Prep Solution	Medline	MDS093944H
Webcol alcohol prep swabs	Covidien	6818
General-Purpose Labarotory Labeling tape	VWR	89097-912
BioGel PI surgical gloves	Mölnlycke Health Care	ALA42675Z
Micro Forceps with teeth	Roboz	RS-5150
Fine scissors- sharp	Fine Science Tools	14060-09
Straight serrated forceps	Fine Science Tools	11050-10
Castro-Viejo needle driver	Fine Science Tools	12565-14
100 grit 1/4 sheet sandpaper	ACE Hardware	1010446	Cut into strips
4-0 silk suture, 30", SH needle	Ethicon	K831
7-0 PDS II absorbable monofilament suture, 30", BV-1 needle	Ethicon	Z135	Usually comes double-armed. Cut the suture at the midway point to generate two usable sutures.
Rice starch	MP Biomedicals	102955
0.9% Sodium Chloride Irrigation	Baxter	BHL2F7121	Warm to 37° C prior to use
10 mL syringe	Becton Dickinson	309604
6-0 Vicryl absorbable braided suture, 18", RB-1 taper needle	Ethicon	J212H
6-0 Ethilon nylon monofilament  suture, 18", P-3 needle,	Ethicon	1698G
Tegaderm Transparent Film Dressing Frame Style, 6 cm x 7 cm	3M	1624W	Cut in half lengthwise