Summary

ल्युकोसैट समृद्ध रक्त के नमूनों में Halogenating peroxidase की गतिविधि के फास्ट और विशिष्ट आकलन

Published: July 28, 2016
doi:

Summary

This protocol describes the quick enrichment of leukocytes from small blood samples for a subsequent specific determination of the halogenating peroxidase activity within the cells. The method can be applied to human and non-human material and may contribute to the evaluation of new inflammatory markers.

Abstract

इस पत्र में छोटे पूरे रक्त के नमूनों से ल्यूकोसाइट्स का त्वरित और मानकीकृत संवर्धन के लिए एक प्रोटोकॉल में वर्णित है। यह प्रक्रिया एरिथ्रोसाइट्स की hypotonic सेल पर आधारित है और गैर मानव उत्पत्ति के रक्त के रूप में के रूप में अच्छी तरह से मानव नमूनों के लिए लागू किया जा सकता है। के बारे में 50 से 100 μl के छोटे प्रारंभिक नमूना मात्रा इस विधि छोटी प्रयोगशाला जानवरों से आवर्तक रक्त नमूने के लिए लागू करता है। इसके अलावा, ल्युकोसैट संवर्धन मिनट के भीतर और कम सामग्री रसायन और इंस्ट्रूमेंटेशन के बारे में प्रयासों के साथ हासिल की है, इस पद्धति कई प्रयोगशाला वातावरण में लागू कर रही है।

ल्यूकोसाइट्स के मानकीकृत शुद्धि एक अत्यधिक चयनात्मक धुंधला हो जाना, myeloperoxidase (एमपीओ) और हीम पराक्सिडेजों की halogenating peroxidase गतिविधियों का मूल्यांकन करने के लिए विधि Eosinophil peroxidase (ईपीओ), यानी, हाइपोक्लोरस और hypobromous एसिड (HOCL और HOBr) के गठन के साथ संयुक्त है। एमपीओ जोरदार neut में व्यक्त किया है जबकिrophils, सबसे प्रचुर मात्रा में मानव रक्त में के रूप में अच्छी तरह से monocytes में प्रतिरक्षा सेल प्रकार, संबंधित एंजाइम ईपीओ विशेष रूप से eosinophils में व्यक्त किया जाता है। इन एंजाइमों के halogenating गतिविधि लगभग HOCl- और HOBr विशेष डाई aminophenyl fluorescein (APF) और प्राथमिक peroxidase सब्सट्रेट हाइड्रोजन पेरोक्साइड का उपयोग करके संबोधित किया है। बाद में फ्लो का विश्लेषण करने पर सभी peroxidase पॉजिटिव कोशिकाओं (न्यूट्रोफिल, monocytes, eosinophils) साफ़ कर रहे हैं और उनके halogenating peroxidase गतिविधि मात्रा निर्धारित किया जा सकता है। चूंकि APF धुंधला कोशिका की सतह मार्करों के आवेदन के साथ जोड़ा जा सकता है, इस प्रोटोकॉल विशेष रूप से संबोधित करने के लिए ल्युकोसैट उप अंशों बढ़ाया जा सकता है। विधि दोनों मानव और कृंतक ल्यूकोसाइट्स में HOCL और HOBr उत्पादन का पता लगाने के लिए लागू है।

जीर्ण सूजन रोगों में इन एंजाइमी उत्पादों की व्यापक रूप से चर्चा की और diversely प्रतिरक्षात्मक भूमिका को देखते हुए, इस प्रोटोकॉल की एक बेहतर समझ के लिए योगदान कर सकते हैंल्युकोसैट व्युत्पन्न हीम पराक्सिडेजों की रोग प्रतिरोधक प्रासंगिकता।

Introduction

Polymorphonuclear ल्यूकोसाइट्स (PMNs, यह भी कहा जाता granulocytes) और monocytes रक्त 1,2 में सहज प्रतिरक्षा प्रणाली के महत्वपूर्ण सेलुलर घटकों का प्रतिनिधित्व करते हैं। वे रोगजनकों के खिलाफ के रूप में भी प्राप्त कर लिया प्रतिरक्षा प्रणाली के सक्रियण और एक प्रणालीगत भड़काऊ प्रतिक्रिया 2-4 की दीक्षा के लिए प्राथमिक रक्षा करने के लिए योगदान करते हैं। फिर भी विशेष रूप से न्यूट्रोफिल, granulocytes की सबसे प्रचुर मात्रा में प्रकार, और monocytes भी काफी विनियमन और तीव्र भड़काऊ घटनाओं 5 की समाप्ति के लिए योगदान करते हैं। इसलिए इन कोशिकाओं को भी संधिशोथ 6.7 जैसी पुरानी भड़काऊ रोगों में एक महत्वपूर्ण भूमिका निभा सकते हैं। तथ्य यह है, अस्थमा, एक जीर्ण सूजन एयरवे रोग में eosinophils का एक बिगड़ा apoptosis, रक्त 8 में दूसरा सबसे granulocyte प्रकार की विशेषता है। फिर भी granulocytes की apoptosis और मैक्रोफेज द्वारा उनके त्वरित हटाने सेलुलर समाप्ति के दौरान दो आवश्यक कदम उठाए हैंसूजन 9-11 की।

नामित प्रतिरक्षा कोशिकाओं दो निकट से संबंधित एंजाइमों, अर्थात् myeloperoxidase (एमपीओ, न्यूट्रोफिल और monocytes) और Eosinophil peroxidase (ईपीओ, eosinophils) में 12,13 पाया जा सकता है। ये हीम पराक्सिडेजों प्रतिष्ठित प्रतिरक्षा प्रतिक्रिया के रूप में वे दो-इलेक्ट्रॉनिक रूप से oxidize (छद्म) इसी hypo (छद्म) को halides halous एसिड होता है जो उनकी जीवाणुनाशक गुण 14-16 के लिए जाना जाता है से संबंधित हैं। शारीरिक शर्तों के तहत मुख्य रूप से एमपीओ रूपों हाइपोक्लोरस अम्ल (HOCL) और hypothiocyanite (- OSCN) जबकि दूसरा और hypobromous एसिड (HOBr) ईपीओ 17-19 से बनते हैं। नए परिणाम बताते हैं कि इस (छद्म) halogenating एंजाइम गतिविधि भी भड़काऊ प्रतिक्रियाओं के नियमन के लिए और प्रतिरक्षा प्रतिक्रियाओं 20,21 की समाप्ति के लिए योगदान कर सकते हैं। वास्तव में, HOCL उत्पादन एमपीओ और व्युत्पन्न उत्पादों के द्वारा टी सेल आधारित अनुकूली प्रतिरक्षा प्रतिक्रिया 22-2 को दबाने के लिए दिखाया गया है4।

आदेश में यह शारीरिक समारोह को पुरानी भड़काऊ रोगों में सहज प्रतिरक्षा प्रणाली से ल्यूकोसाइट्स की रोग प्रतिरोधक भूमिका में और अधिक जानकारी हासिल एमपीओ और ईपीओ के योगदान को निर्धारित करने के लिए हम जल्दी से बाद में एक विशेष के लिए छोटे से रक्त के नमूनों से ल्यूकोसाइट्स संतुष्ट करने के लिए एक विधि विकसित इन कोशिकाओं में halogenating peroxidase गतिविधि का निर्धारण। एरिथ्रोसाइट कमी के लिए हम आसुत जल है, जो कम माल की लागत पर एक त्वरित ल्युकोसैट संवर्धन की ओर जाता है के साथ दो-बाद के hypotonic सेल कदम सहित एक मानकीकृत विधि को चुना है। Halogenating एमपीओ के बाद के दृढ़ संकल्प और ईपीओ गतिविधि के लिए HOCl- और HOBr विशेष डाई aminophenyl fluorescein (APF) 25-27 इस्तेमाल किया गया था। Unspecific peroxidase धुंधला तरीकों 28,29 के आवेदन के विपरीत, इस दृष्टिकोण halogenating peroxidase गतिविधि के चुनिंदा पता लगाने, जो अक्सर गंभीर infl पर बिगड़ा हुआ है की अनुमति देता हैammation 30,31।

Protocol

सभी मानव रक्त के नमूने स्वस्थ स्वयंसेवकों से प्राप्त किया गया, और लागू ल्युकोसैट संवर्धन प्रोटोकॉल लीपज़िग विश्वविद्यालय के मेडिकल संकाय की नैतिकता आयोग के दिशा निर्देशों का पालन करती है। चूहे रक्त…

Representative Results

जैसा कि पहले बताया ऊपर वर्णित विधि निकला दोनों मानव और गैर मानव सामग्री 32 तक लागू किया जाना है। इसके अलावा के रूप में दमा के लक्षण के साथ चूहों के लिए दिखाया गया APF धुंधला प्रणालीगत समर्थ…

Discussion

न्यूट्रोफिल मानव रक्त में सबसे प्रचुर मात्रा में ल्यूकोसाइट्स कर रहे हैं peroxidase पॉजिटिव कोशिकाओं के अलगाव अक्सर ही इन कोशिकाओं पर केंद्रित है और घनत्व ढाल centrifugation 38 अन्य ल्यूकोसाइट्स से न्यूट्रोफिल ?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was made possible by funding from the German Federal Ministry of Education and Research (BMBF, 1315883) as well as by the Sächsische Aufbaubank (SAB) project 100116526 from a funding of the European Regional Development Fund (ERDF).

Materials

materials/equipment
15 ml centrifugation tubes VWR/Corning 734-0451
1.5 ml sample tubes VWR/Eppendorf 211-2130DE
Pipettes for volumes up to 5 ml Eppendorf e.g. 3120000070 We are using Eppendorf Resarch plus pipettes with adjustable volumes in the range 1-10 µl, 10-100µl, 100-1000 µl an 500-5000µl
laminar flow bench Thermo Electron Corperation HeraSafe
Vortex mixer Bender & Hobein AG Vortex Genie 2
Tabletop centrifuge Kendro Laboratory Products Laborfuge 400R The centrifuge should be able to be used at 450x g
Small centrifuge eppendorf 5415D The centrifuge should be able to be used at 400x g
Incubator Heraeus cytoperm 2 Settings: 37 °C, 95% humidity, 5 % CO2 content
UV-Vis spectrophotometer Varian Cary 50 bio A spectrum between 200 and 300 nm has to be recorded. Thus quartz cuvettes have to be applied
Flow cytometer Becton, Dickinson BD Facs Calibur Any flow cytometer can be used which is equiped with a laser suitable for the excitation of fluorescein (e.g 488 nm argon laser)
Name Company Catalog Number Comments
Chemicals
Phosphate buffered saline (PBS) amresco K812 sterile solution, ready to use
Sigma-Aldrich P4417 tablets for solving in 200 ml millipore water
Hanks balanced salt solution (HBSS) with Ca(2+) Sigma-Aldrich H1387 970 mg/100 ml, carefully check and adjust the pH value to 7.4
Hydrochloric acid Merck Millipore 1.09057.1000 1M solution
Sodium hydroxide Riedel-deHaën 30620 Solid pellets. For a 1M solution solve 4 g/100 ml Millipore water
Aminophenyl fluorescein Cayman 10157 5 mg/ml solution (11.81 mM) in methyl acetate, aliquotes of e.g. 100 µl should be prepared and stored at -20 °C
Hydrogen peroxide Sigma-Aldrich H1009 This 30% stock solution corresponds to a concentration of about 8.8 M. Further dilutions have to be freshly prepared in distilled water immediately prior to use and quantified by absorbance measurements
4-aminobenzoic acid hydrazide (4-ABAH) Sigma-Aldrich A41909 A first stock solution of 1 M should be prepared in DMSO a second one of 100 mM by 1:10 dilution in HBSS
DMSO VWR chemicals 23500.26

Riferimenti

  1. Cline, M. J. Monocytes, macrophages, and their diseases in man. J Invest Dermatol. 71 (1), 56-58 (1978).
  2. Wright, H. L., Moots, R. J., Bucknall, R. C., Edwards, S. W. Neutrophil function in inflammation and inflammatory diseases. Rheumatology. 49, 1618-1631 (2010).
  3. Brinkmann, V., et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria. Science. 303 (5663), 1532-1535 (2004).
  4. Ishihara, K., Yamaguchi, Y., Okabe, K., Ogawa, M. Neutrophil elastase enhances macrophage production of chemokines in receptor-mediated reaction. Res Commun Mol Pathol Pharmacol. 103 (2), 139-147 (1999).
  5. Henson, P. M. Resolution of inflammation. A perspective. Chest. 99 (3 Suppl), 2S-6S (1991).
  6. Lefkowitz, D. L., Lefkowitz, S. S. Macrophage-neutrophil interaction: a paradigm for chronic inflammation revisited. Immunol Cell Biol. 79 (5), 502-506 (2001).
  7. Wright, H. L., Moots, R. J., Edwards, S. W. The multifactorial role of neutrophils in rheumatoid arthritis. Nat Rev Rheumatol. 10 (10), 593-601 (2014).
  8. Kankaanranta, H., et al. Delayed eosinophil apoptosis in asthma. J Allergy Clin Immunol. 106 (1 Pt 1), 77-83 (2000).
  9. Peng, S. L. Neutrophil apoptosis in autoimmunity. J Mol Med. 84 (2), 122-125 (2006).
  10. Simon, H. U. Neutrophil apoptosis pathways and their modifications in inflammation. Immunol Rev. 193, 101-110 (2003).
  11. Vandivier, R. W., Henson, P. M., Douglas, I. S. Burying the dead: the impact of failed apoptotic cell removal (efferocytosis) on chronic inflammatory lung disease. Chest. 129 (6), 1673-1682 (2006).
  12. Loughran, N. B., O’Connor, B., O’Fagain, C., O’Connell, M. J. The phylogeny of the mammalian heme peroxidases and the evolution of their diverse functions. BMC Evol Biol. 8, 101-115 (2008).
  13. Zámocký, M., Obinger, C., Torres, E., Ayala, E. M. Ch. 2. Biocatalysis based on heme peroxidases. , 7-35 (2010).
  14. Klebanoff, S. J. Myeloperoxidase-halide-hydrogen peroxide antibacterial system. J Bacteriol. 95 (6), 2131-2138 (1968).
  15. Klebanoff, S. J. Myeloperoxidase: friend and foe. J Leukoc Biol. 77 (5), 598-625 (2005).
  16. Wang, J., Slungaard, A. Role of eosinophil peroxidase in host defense and disease pathology. Arch Biochem Biophys. 445 (2), 256-260 (2006).
  17. Arnhold, J., Furtmuller, P. G., Regelsberger, G., Obinger, C. Redox properties of the couple compound I/native enzyme of myeloperoxidase and eosinophil peroxidase. Eur J Biochem. 268 (19), 5142-5148 (2001).
  18. Bafort, F., Parisi, O., Perraudin, J. P., Jijakli, M. H. Mode of action of lactoperoxidase as related to its antimicrobial activity: a review. Enzyme Res. , 1-13 (2014).
  19. van Dalen, C. J., Whitehouse, M. W., Winterbourn, C. C., Kettle, A. J. Thiocyanate and chloride as competing substrates for myeloperoxidase. Biochem J. 327 (Pt 2), 487-492 (1997).
  20. Arnhold, J., Flemmig, J. Human myeloperoxidase in innate and acquired immunity. Arch Biochem Biophys. 500 (1), 92-106 (2010).
  21. Flemmig, J., Lessig, J., Reibetanz, U., Dautel, P., Arnhold, J. Non-vital polymorphonuclear leukocytes express myeloperoxidase on their surface. Cell Physiol Biochem. 21 (4), 287-296 (2008).
  22. Odobasic, D., Kitching, A. R., Semple, T. J., Holdsworth, S. R. Endogenous myeloperoxidase promotes neutrophil-mediated renal injury, but attenuates T cell immunity inducing crescentic glomerulonephritis. J Am Soc Nephrol. 18 (3), 760-770 (2007).
  23. Odobasic, D., et al. Neutrophil myeloperoxidase regulates T-cell-driven tissue inflammation in mice by inhibiting dendritic cell function. Blood. 121 (20), 4195-4204 (2013).
  24. Ogino, T., et al. Oxidative modification of IkappaB by monochloramine inhibits tumor necrosis factor alpha-induced NF-kappaB activation. Biochim Biophys Acta. 1746 (2), 135-142 (2005).
  25. Flemmig, J., Remmler, J., Zschaler, J., Arnhold, J. Detection of the halogenating activity of heme peroxidases in leukocytes by aminophenyl fluorescein. Free Radic Res. 49 (6), 768-776 (2015).
  26. Flemmig, J., Zschaler, J., Remmler, J., Arnhold, J. The fluorescein-derived dye aminophenyl fluorescein is a suitable tool to detect hypobromous acid (HOBr)-producing activity in eosinophils. J Biol Chem. 287 (33), 27913-27923 (2012).
  27. Setsukinai, K., Urano, Y., Kakinuma, K., Majima, H. J., Nagano, T. Development of novel fluorescence probes that can reliably detect reactive oxygen species and distinguish specific species. J Biol Chem. 278 (5), 3170-3175 (2003).
  28. Presentey, B., Szapiro, L. Heriditary deficiency of peroxidase and phospholipids in eosinophil granulocytes. Acta Haematol. 41, 359-362 (1969).
  29. Undritz, E. The Alius-Grignaschi anomaly: the hereditary constitutional peroxidase defect of the neutrophils and monocytes. Blut. 14 (3), 129-136 (1966).
  30. Kutter, D. Prevalence of myeloperoxidase deficiency: population studies using Bayer-Technicon automated hematology. J Mol Med.(Berl). 76 (10), 669-675 (1998).
  31. Lanza, F. Clinical manifestation of myeloperoxidase deficiency. J Mol Med. 76 (10), 676-681 (1998).
  32. Flemmig, J., et al. Rapid and reliable determination of the halogenating peroxidase activity in blood samples. J Immunol Methods. 415, 46-56 (2014).
  33. Flemmig, J., Remmler, J., Rohring, F., Arnhold, J. (-)-Epicatechin regenerates the chlorinating activity of myeloperoxidase in vitro and in neutrophil granulocytes. J Inorg Biochem. 130, 84-91 (2014).
  34. Beers, R. F., Sizer, I. W. A spectrophotometric method for measuring the breakdown of hydrogen peroxide by catalase. J Biol Chem. 195 (1), 133-140 (1952).
  35. Kettle, A. J., Gedye, C. A., Winterbourn, C. C. Mechanism of inactivation of myeloperoxidase by 4-aminobenzoic acid hydrazide. Biochem J. 321 (2), 503-508 (1997).
  36. Nakazato, T., et al. Myeloperoxidase is a key regulator of oxidative stress mediated apoptosis in myeloid leukemic cells. Clin Cancer Res. 13 (18), 5436-5445 (2007).
  37. Machwe, M. K. Effect of concentration on fluorescence spectrum of fluorescein. Curr Sci. 39 (18), 412-413 (1970).
  38. Hu, Y., Ashman, R. B. Ch. 7. Leucocytes: Methods and Protocols. , 101-113 (2012).
  39. Zschaler, J., Schlorke, D., Arnhold, J. Differences in innate immune response between man and mouse. Crit Rev Immunol. 34 (5), 433-454 (2014).
  40. Hasenberg, M., et al. Rapid immunomagnetic negative enrichment of neutrophil granulocytes from murine bone marrow for functional studies in vitro and in vivo. PLoS One. 6 (2), e17314 (2011).
  41. Mendez-David, I., et al. A method for biomarker measurements in peripheral blood mononuclear cells isolated from anxious and depressed mice: beta-arrestin 1 protein levels in depression and treatment. Front Pharmacol. 4 (124), 1-8 (2013).
  42. Cotter, M. J., Norman, K. E., Hellewell, P. G., Ridger, V. C. A novel method for isolation of neutrophils from murine blood using negative immunomagnetic separation. Am J Pathol. 159 (2), 473-481 (2001).
  43. Dorward, D. A., et al. Technical advance: autofluorescence-based sorting: rapid and nonperturbing isolation of ultrapure neutrophils to determine cytokine production. J Leukoc Biol. 94 (1), 193-202 (2013).
  44. Freitas, M., Lima, J. L., Fernandes, E. Optical probes for detection and quantification of neutrophils’ oxidative burst. A review. Anal Chim Acta. 649 (1), 8-23 (2009).
  45. Winterbourn, C. C. The challenges of using fluorescent probes to detect and quantify specific reactive oxygen species in living cells. Biochim Biophys Acta. 1840 (2), 730-738 (2014).
  46. Kusenbach, G., Rister, M. Myeloperoxidase deficiency as a cause of recurrent infections. Klin Padiatr. 197 (5), 443-445 (1985).
  47. Zipfel, M., Carmine, T. C., Gerber, C., Niethammer, D., Bruchelt, G. Evidence for the activation of myeloperoxidase by f-Meth-Leu-Phe prior to its release from neutrophil granulocytes. Biochem Biophys Res Commun. 232 (1), 209-212 (1997).
  48. Whiteman, M., Spencer, J. P. Loss of 3-chlorotyrosine by inflammatory oxidants: implications for the use of 3-chlorotyrosine as a bio-marker in vivo. Biochem Biophys Res Commun. 371 (1), 50-53 (2008).
  49. Gerber, C. E., Kuci, S., Zipfel, M., Niethammer, D., Bruchelt, G. Phagocytic activity and oxidative burst of granulocytes in persons with myeloperoxidase deficiency. Eur J Clin Chem Clin Biochem. 34 (11), 901-908 (1996).
  50. Maghzal, G. J., et al. Assessment of myeloperoxidase activity by the conversion of hydroethidine to 2-chloroethidium. J Biol Chem. 289 (9), 5580-5595 (2014).
  51. Shepherd, J., et al. A fluorescent probe for the detection of myeloperoxidase activity in atherosclerosis-associated macrophages. Chem Biol. 14 (11), 1221-1231 (2007).
  52. Sun, Z. -. N., Liu, F. -. Q., Chen, Y., Tam, P. K. H., Yang, D. A highly specific BODIPY-based fluorescent probe for the detection of hypochlorous acid. J Am Chem Soc. 10 (11), 2171-2174 (2008).
  53. Kirchner, T., Flemmig, J., Furtmuller, P. G., Obinger, C., Arnhold, J. (-)Epicatechin enhances the chlorinating activity of human myeloperoxidase. Arch Biochem Biophys. 495 (1), 21-27 (2010).
check_url/it/54484?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Flemmig, J., Schwarz, P., Bäcker, I., Leichsenring, A., Lange, F., Arnhold, J. Fast and Specific Assessment of the Halogenating Peroxidase Activity in Leukocyte-enriched Blood Samples. J. Vis. Exp. (113), e54484, doi:10.3791/54484 (2016).

View Video