JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscienze

أوبتوجينيتيك الرائعة للذبذبات ثيتا هيبوكامبال في التصرف الفئران

Published: June 29, 2018
doi:
10.3791/57349
, ,
1Systems Neurophysiology Research Group, Institute of Clinical Neuroscience and Medical Psychology, Medical Faculty,Heinrich Heine University Düsseldorf, 2Behavioural Neurodynamics Group,Leibniz Institute for Molecular Pharmacology (FMP)/ NeuroCure Cluster of Excellence, 3Neuronal Circuits and Behavior Research Group,Max Planck Institute for Metabolism Research

Summary

يصف لنا استخدام أوبتوجينيتيكس والتسجيلات الكهربية للتلاعب الانتقائي للذبذبات ثيتا هيبوكامبال (5-10 هرتز) في سلوك الفئران. ويتم رصد فعالية الرائعة إيقاع استخدام الإمكانات الميدانية المحلية. ويتناول مزيجاً من علم البصريات وتثبيط فارماكوجينيتيك قراءات ناقل هيبوكامبال التزامن.

Abstract

استدعاء بيانات مستفيضة عن علاقات ذبذبات الشبكات العصبية للسلوك وتنظيم أداء الخلايا العصبية عبر مناطق الدماغ لأدوات جديدة للتلاعب بشكل انتقائي بايقاعات المخ. هنا يصف لنا نهجاً يجمع بين أوبتوجينيتيكس الخاصة بالإسقاط مع الخلية الكهربية للتحكم عالية الدقة للذبذبات ثيتا هيبوكامبال (5-10 هرتز) في سلوك الفئران. خصوصية الرائعة أوبتوجينيتيك ويتحقق من خلال استهداف تشانيلرهودوبسين-2 (ChR2) للسكان جابايرجيك من خلايا الحاجز الآنسي، المشاركة الحاسمة في توليد ذبذبات هيبوكامبال ثيتا، ومزامنة محلي التنشيط مجموعة فرعية من أفيرينتس الحاجز المثبطة في الحصين. يتم التحقق من فعالية مراقبة إيقاع أوبتوجينيتيك بالرصد المتزامن من مجال المحلية المحتملة (طابعات الحجم الكبير) عبر الصفيحة المنطقة CA1 و/أو التفريغ الخلايا العصبية. باستخدام هذا الإعداد سهولة قابلة للتنفيذ نحن إظهار فعالية مختلف البروتوكولات التحفيز أوبتوجينيتيك لتنظيم دورات تعريفية للذبذبات ثيتا والتلاعب بتواترها وانتظامها. وأخيراً، يتناول مزيجاً من إيقاع ثيتا عنصر التحكم مع تثبيط الخاصة بالإسقاط قراءات جوانب معينة من عملية المزامنة هيبوكامبال حسب المناطق ناقل.

Introduction

بذبذبات شبكة، التي تساعد على نقل المعلومات داخل وبين الدماغ مناطق1،2،،من34تنسيق نشاط الخلايا العصبية في الثدييات. وتشمل إيقاعات المخ ذبذبات تتراوح بطيئة جداً ( 200 هرتز) الترددات. مجموعة كبيرة من الأدلة تؤيد مشاركة شبكة التذبذبات في وظائف الدماغ المتنوعة، بما في ذلك الإدراك5،،من67،،من89،10 ، السلوكيات الفطرية11،12 ، فضلا عن الاضطرابات العصبية مثل مرض باركنسون والصرع13،،من1415. ولذلك أساليب انتقائية ودقة وقتيا للتلاعب التجريبية من ذبذبات شبكة أساسية لتطوير نماذج معقولة من الناحية الفسيولوجية للمزامنة وإقامة روابط سببية مع السلوك.

مزامنة شبكة الاتصال هو بوساطة ركائز البيولوجية المتنوعة والعمليات، بدءاً من هوية القنوات الأيونية الجزيئية وعلى حركية neuromodulation استثارة واتصالات شبكة الاتصال. تصميم البيولوجية إيقاع غالباً ما تكون مولدات تم كشف16 للعديد من إيقاعات المخ، والجوانب المتميزة التي (مثلاً، التردد، السعة) التي أحدثتها ديناميات أنواع متميزة من الخلايا والشبكات. على سبيل المثال، إينتيرنيورونس المثبطة استهداف سوماتا الخلايا الرئيسية هي أهم اللاعبين عبر نطاقات التردد والدماغ مناطق17،18، بما في ذلك ثيتا19،20، غاما20 , 21، وذبذبات22 تموج (140-200 هرتز). وفي المقابل، تكفل المرحلة المزامنة من الخلايا البعيدة قوية تغذية إلى الأمام مما يشير إلى الخلايا الهرمية، الذي يعيد إطلاق إينتيرنيورونس. معلمة حاسمة للذبذبات، حجم السكان العصبية متزامنة، يرتبط ارتباطاً وثيقا بالسعة بقياس التذبذب طابعات الحجم الكبير، وعلى الأقل لذبذبات سريعة، يعتمد على محرك الأقراص ضادات على إينتيرنيورونس2. وفي المقابل، ذبذبات أبطأ، مثل دلتا وايقاعات ثيتا، يتم إنشاؤها بواسطة الحلقات عنها بعيد المدى، التي شكلتها كورتيكو-ثالاميك23،24 وإسقاطات الحاجز هيبوكامبال الآنسي25، 2627من،، على التوالي. التذبذبات في هذه الدوائر هي التي أحدثتها تفاعلات تأخير نشر الإشارات والردود منفعل وتفضيلها التردد في المشاركة الخلايا28،،من2930، 31 , 32-إسقاطات المثبطة من جابايرجيك بارفالبومين (PV)-إيجابية الخلايا من حاجز وسطى (مللي ثانية) إلى إينتيرنيورونس في25،الحصين33ومناطق باراهيبوكامبال و قشرة انتورهينال26 أساسي لتوليد الذبذبات ثيتا في الفص الصدغي الآنسي. وهكذا، يمكن التلاعب الآليات الفيزيولوجية ذبذبات شبكة الاتصال والمزامنة الخلايا العصبية باستخدام أوبتوجينيتيكس مع دقة في الوقت الحقيقي.

وطبقت التلاعب أوبتوجينيتيك الخاصة بنوع الخلية للدراسات وذبذبات هيبوكامبال والقشرية في المختبر34،35،36،،من3738 المجراة في30،39،40،41،42،43،،من4445، بما في ذلك الوظيفية التحقيقات من غاما5،12،36،،من4647،،من4849،50، 51،52 وتموج ذبذبات40،،من5354 والنوم مغزل55،56. نحن أعرب مؤخرا عن فيروس ChR2 تعتمد على لجنة المساواة العرقية في MS، منطقة رئيسية لتوليد إيقاع ثيتا هيبوكامبال، من الفئران الكهروضوئية-لجنة المساواة العرقية. باستخدام هذا الإعداد، ميزات للذبذبات ثيتا هيبوكامبال (التردد والاستقرار الزمني) تسيطر عليها تحفيز أوبتوجينيتيك من إسقاطات المثبطة لمرض التصلب العصبي المتعدد في الحصين11. وعلاوة على ذلك، أثارت ثيتا التردد أوبتوجينيتيك التحفيز من إسقاطات المثبطة مثل هيبوكامبال إيقاع ثيتا خلال الجمود مستيقظا. أوبتوجينيتيكالي العالق إيقاع ثيتا عرض الخصائص للذبذبات ثيتا عفوية في الماوس في طابعات الحجم الكبير ومستويات نشاط الخلايا العصبية.

الميزات الرئيسية لهذا البروتوكول ما يلي: (1) استخدام طريقا المثبطة التي أمر بالغ الأهمية الفيزيولوجية للذبذبات ثيتا عفوية مع تجنب الآثار غير محدد على استثارة هيبوكامبال؛ (2) محواري، أي، وتحفيز إسقاطات محددة للتقليل من تأثير مباشر على غير هيبوكامبال MS افيرينتس؛ (3) المحلي التحفيز الخفيفة ثيتا الإيقاعي، ضمان تدخل مباشر الحد أدنى مع ديناميات مثل هيبوكامبال ثيتا الإيقاعي والرائعة ثنائية عالمية للذبذبات ثيتا؛ (4) حدودي مراقبة تردد الذبذبات ثيتا وانتظامها؛ والكمي (5) الدقة الرائعة مع عالية الدقة الزمنية باستخدام طابعات الحجم الكبير لتمكين تحليل العلاقة السببية الكمية في سلوك الحيوانات. منذ إعداد هذا يستغل أساسا على دور معروفة جيدا لإزالة التثبيط مثل هيبوكامبال في ثيتا توليد25،30، وهي تمكن سيطرة قوية على العديد من المعلمات للذبذبات ثيتا في سلوك الفئران. دراسات أخرى أقل مسارات التحقيق وأنواع الخلايا من الدوائر مثل هيبوكامبال فيها التلاعب38،39،،من4749،،من5051 , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 تكشف عن المزيد من آليات لإيقاع ثيتا.

Protocol

واستخدمت الكهروضوئية-Cre تدق في الفئران الذكور59، الأسابيع 10-25 عاماً. كانت الفئران تحت الظروف القياسية في منشأة الحيوان وأبقى في دائرة ضوء/الظلام ح 12. جميع الإجراءات تم تنفيذها وفقا للمبادئ التوجيهية الوطنية والدولية، وقد وافقت السلطات الصحية المحلية (لانديسامت für Natur، أومويلت…

Representative Results

ويتضح استهداف ChR2 للخلايا جابايرجيك في مرض التصلب العصبي المتعدد كما هو موضح في المقطع 1 في الشكل 2 ألف. أوبتوجينيتيك الحث على محاور عصبية خلايا جابايرجيك مرض التصلب العصبي المتعدد في الحصين الظهرية عبر ألياف بصرية التي يتم زرعها فوق منطقة CA1 انتراينس الذب?…

Discussion

هنا عرضنا منهجية متاحة على نطاق واسع انتراين والحصول على ذبذبات ثيتا هيبوكامبال في سلوك الحيوان. وهذا النهج يمكن أن تكون مفيدة لإجراء دراسات لدالات ثيتا الإيقاع في تجهيز المعلومات والسلوك. وتشمل الجوانب الحرجة لهذا الأسلوب: (1) اختيار أوبسين واستهداف ChR2 إلى محاور عصبية من مرض التصلب العصب?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نود أن نشكر جورباتى ماريا لمساعدة الخبراء في تحليل البيانات وجينيفر كفرمان للتعليقات على المخطوطة. هذا العمل كان يدعمها الأوقيانوغرافية الألمانية (DFG؛ نيوروكوري Exc 257، والمعارف التقليدية، ووكالة اسوشييتد برس؛ برنامج الأولوية 1665، 1799/1-1(2)، برنامج هيسينبيرج، 1799/2-1، وكالة اسوشييتد برس)، المؤسسة الألمانية-الإسرائيلية للبحث العلمي والتطوير (GIF؛ أنا-1326-421.13/2015، المعارف التقليدية) وبرنامج العلوم البشرية الحدودية (هفسب؛ RGY0076/2012، والمعارف التقليدية).

Materials

PV-Cre mice The Jackson Laboratory B6;129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J
Name Company Catalog Number Comments
Surgery
Stereotaxis David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA Model 963 Ultra Precise Small Animal Stereotaxic Instrument
Drill bits, 0.8 mm Bijoutil, Allschwil, Switzerland 49080HM
0.01-1 ml syringe Braun, Melsungen, Germany 9161406V
Sterican cannulas Braun 26 G, 0.45×25 mm BL/LB
Fine and sharp scissors Fine Science Tools Inc., Vancouver, Canada 14060-09
Forceps Fine Science Tools Inc. 11210-10 Dumont AA – Epoxy Coated Forceps
Blunt stainless steel scissors Fine Science Tools Inc. 14018-14
Soldering station Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany WSD 81
Erythromycin Rotexmedica GmbH, Trittau, Germany PZN: 10823932 1g Powder for Solution for Infusion
Name Company Catalog Number Comments
Optogenetics
Hamilton pump PHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA model 703008 PHD Ultra Syringe Pump with push/pull mechanism
Hamilton 5 µL Syringe, 26 gauge PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Hamilton 5 µL Plunger PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Tubing Fisher Scientific, Pittsburgh, USA PE 20 Inner diameter 0.38 mm (.015"), Outer diameter 1.09 mm (.043")
Sterican cannulas Braun, Melsungen, Germany 27 G, 25×0.40 mm, blunt
Precision drill/grinder Proxxon, Wecker, Luxemburg fbs 240/e
Cutting disks Proxxon NO 28812
Cre dependent channelrhodopsin Penn Vector Core, Philadelphia, PA, USA AV-1-18917P Contruct name: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato, titer: 1.42×1013 vg/ml
Cam kinase dependent halorhodopsin Penn Vector Core AV-1-26971P Construct name: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, titer: 2.08_1012 vg/ml
Multimode optic fiber ThorLabs, Dachau, Germany FG105LCA 0.22 NA, Low-OH, Ø105 µm Core, 400 – 2400 nm
Ceramic stick ferrule Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA CFLC126 Ceramic LC MM Ferrule, ID 126um
Polishing paper Thorlabs LF3D 6" x 6" Diamond Lapping (Polishing) Sheet
Power meter Thorlabs PM100D Compact Power and Energy Meter Console, Digital 4" LCD
Multimode fiber optic coupler Thorlabs FCMM50-50A-FC 1×2 MM Coupler, 50:50 Split Ratio, 50 µm GI Fibers, FC/PC
Fiberoptic patch cord Thorlabs FG105LCA CUSTOM-MUC custom made, 3 m long, with protective tubing, Tubing: FT030, Connector 1: FC/PC, Connector 2: 1.25mm (LC) Ceramic Ferrule
Sleeve Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA ADAL1 Ceramic Split Mating Sleeve for Ø1.25 mm (LC/PC) Ferrules
473 nm DPSS laser Laserglow Technologies, Toronto, ON, Canada R471005FX LRS-0473 Series
593 nm DPSS laser Laserglow Technologies R591005FX LRS-0594 Series
MC_Stimulus II Multichannel Systems, Reutlingen, Germany STG 4004
Impedance conditioning module Neural microTargeting worldwide, Bowdoin, USA ICM
Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology
Tungsten wires California Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USA CFW0010954 40 µm, 99.95%
Capillary tubing Optronics 1068150020 ID: 100.4 µm
Omnetics nanoconnector Omnetics Connector Corporation, Minneapolis, USA A79038-001
Screws Bilaney, Düsseldorf, Germany 00-96×1/16 stainless-steel
Silicone probe NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, USA B32
Headstage Neuralynx, Bozeman, Montana USA HS-8 miniature headstage unity gain preamplifiers
Silver conductive paint Conrad electronics, Germany 530042
Liquid flux Felder GMBH Löttechnik, Oberhausen, Germany Lötöl ST DIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)
LED Neuralynx HS-LED-Red-omni-10V
Name Company Catalog Number Comments
Software
MATLAB Mathworks, Natick, MA, USA
MC_Stimulus software Multichannel, Systems
Neurophysiological Data Manager NDManager, http://neurosuite.sourceforge.net
Klusters http://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006
Software of the recording system Neuralynx Cheetah https://neuralynx.com/software/cheetah
Multi-channel data analysis software Cambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GB Spike2
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521 (2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson’s disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson’s disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563 (2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159 (2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568 (2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49 (2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. . In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. . Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

Tags

Optogenetic EntrainmentHippocampal Theta OscillationsBehaving MiceNeurophysiologySpatial NavigationVirus InjectionOptic FiberTungsten Wire Array

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Bender, F., Korotkova, T., Ponomarenko, A. Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice. J. Vis. Exp. (136), e57349, doi:10.3791/57349 (2018).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image