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Biologia

Protocole expérimental pour l’utilisation de drosophile comme un système modèle d’invertébrés pour les essais de toxicité en laboratoire

Published: July 10, 2018
doi:
10.3791/57450
,
1Communities for Building Active STEM Engagement,Colorado State University-Pueblo, 2Department of Biology,Colorado State University-Pueblo

Summary

Dans cet article, nous fournissons un protocole détaillé d’exposer des espèces du genre Drosophila aux polluants dans le but d’étudier l’impact de l’exposition sur un éventail de sorties phénotypiques à différents stades de développement et de plusieurs générations.

Abstract

Propriétés émergentes et des facteurs externes (interactions au niveau des populations et échelle des écosystèmes, en particulier) jouent des rôles importants dans la médiation des points de terminaison écologiquement importants, mais ils sont rarement considérés dans les études toxicologiques. D. melanogaster s’impose comme un modèle de toxicologie pour les effets comportements, neurologiques et génétiques de substances toxiques, pour n’en nommer que quelques-uns. Plus important encore, les espèces du genre Drosophila peuvent être utilisés comme système modèle pour une approche intégrative d’incorporer les propriétés émergentes et de répondre à des questions pertinentes sur le plan écologique dans la recherche en toxicologie. Ce document vise à fournir un protocole permettant d’exposer des espèces du genre Drosophila aux polluants à utiliser comme modèle pour une gamme de sorties phénotypiques et des questions pertinentes sur le plan écologique. Plus précisément, ce protocole peut être utilisé pour 1) relient plusieurs niveaux biologiques d’organisation et de comprendre l’impact des substances toxiques sur les deux fitness échelle individuelle et population ; 2) tester l’impact des substances toxiques à différents stades de développement exposition ; 3) test implications multigénérationnelle et évolutive des polluants ; et 4) tester des contaminants et des facteurs de stress multiples simultanément.

Introduction

Chaque année, environ 1 000 nouveaux produits chimiques sont introduits par l’industrie chimique1,2; Cependant, les impacts environnementaux de seulement un petit pourcentage de ces produits chimiques sont testés avant distribution2,3. Bien que les catastrophes à grande échelle sont rares, exposition sublétale ou chronique d’une grande variété de polluants sont très répandues chez les humains et la faune4,5. L’historique de toxicologie environnementale et écotoxicologie visait à tester la létalité, seule exposition aux produits chimique, l’exposition aiguë et effets physiologiques d’une exposition, comme un moyen de mesurer l’impact des polluants sur la survie6, 7 , 8 , 9 , 10. bien qu’il y a un glissement vers des approches éthiques et non invasive à l’expérimentation animale, les approches actuelles limitent en raison du rôle que développement, propriétés émergentes et des facteurs externes (par exemple au niveau des populations et les interactions écosystémiques) jouent dans la médiation des points de terminaison sur le plan écologique important8. Par conséquent, il y a des méthodes qui intègrent une approche plus holistique sans pour autant sacrifier la faune ou vertébrés en laboratoire.

Systèmes modèles d’invertébrés, comme Drosophila melanogaster, sont une alternative intéressante pour répondre au besoin d’une approche plus holistique pour les essais de toxicité. D. melanogaster, a été initialement conçu comme un système modèle invertébrés recherche génétique sur l’homme près d’un siècle il y a11. D. melanogaster est maintenant utilisé en bonne place comme une alternative de vertébrés modèle pour plusieurs raisons : 1) la conservation des gènes et des voies entre d. melanogaster et les humains ; 2) temps de génération court par rapport aux modèles de vertébrés ; 3) peu coûteux frais d’entretien ; 4) faciliter dans la génération de grands échantillons de taille ; et 5) pléthore de phénotypique et écologique-les points de terminaison disponibles pour les tests de11,12,13,14,15,16,17 .

Plusieurs laboratoires11,15,16,17,18,19,20,21,22, 23 , 24 , 25 utilisent maintenant d. melanogaster comme une alternative de vertébrés de modèle pour l’évaluation toxicologique de comprendre les répercussions de la pollution sur les humains. Les espèces sauvages locales de Drosophila peuvent être utilisés, aussi bien, en tant que modèles de toxicité pour la faune (et les humains) répondre sur le plan écologique-, sur le plan comportemental-et évolutivement pertinentes questions à plusieurs niveaux biologiques de l’organisation. En espèces dans le genre de la drosophile comme modèle, plusieurs points de terminaison mesurables sont possible11,15,16,18,19,20 ,21,22,23,24,25. In addition, en utilisant le modèle de la drosophile , toxicologues peuvent : 1) sur le plan éthique lien entre les effets à plusieurs niveaux biologiques de l’Organisation ; 2) intégrer le rôle de facteurs émergents et du développement ; 3) étude des points de terminaison écologiquement importantes (en plus des points de terminaison médicalement importantes) ; 4) tester les stresseurs multiples simultanément ; 5) et essai à long terme multigénérationnelle (p. ex. évolutive et transgénérationnel) conséquences de facteurs de stress. Donc, à l’aide de drosophile comme système modèle permet une multitude d’approches, non limité à l’étude des approches mécanistes avec souches consanguines de d. melanogaster en laboratoire.

Dans cet article, nous présentons les méthodes d’élevage et de collecte de drosophile pour répondre à diverses questions toxicologiques. Plus précisément, nous décrivons la méthodologie pour 1) élevage de drosophile en milieu lacé avec un ou plusieurs polluants ; 2) collecte drosophile au cours du développement (p. ex. errant troisième stade larvaire, nymphales cas, nouvellement éclos adultes et adultes d’âge mûr) ; et 3) élevage de drosophile dans le milieu contaminé de test entre les générations et transmission transgénérationnelle, ainsi que des implications évolutives d’exposition toxique à long terme. Utilisant ce protocole, les précédents auteurs18,19,20,21,22,23,24,,25 ont signalé différents effets comportements, génétiques et physiologiques du développement (Pb2 +) exposition de plomb. Ce protocole permet d’utiliser une approche plus holistique toxicologique, qui est essentielle pour comprendre comment les polluants sont des facteurs de risque pour les humains et les animaux sauvages dans un environnement de plus en plus pollué, les toxicologues.

Protocol

Le protocole suivant est un protocole expérimental utilisé pour élever des espèces du genre Drosophila sur milieu contaminé lors de l’ingestion orale d’une toxine est appropriée ; autres formes d’exposition sont possibles à l’aide de la drosophile modèle11,15,16,26. Les méthodes décrites dans le présent protocole ont été décrits précédemment par Hirsch…

Representative Results

Par exposer oralement drosophile à un contaminants tout au long du développement, différentes questions toxicologiques peuvent être testées en exposant drosophile à différents niveaux d’organisation biologique. Cette section présente les résultats représentatifs obtenus à l’aide de ce protocole dans les documents publiés antérieurement23,24. En particulier, le présent protocole précédemment ut…

Discussion

Drosophila melanogaster a été établi comme un puissant modèle pour une série de processus biologiques en raison de la vaste conservation des gènes et des voies entre les humains et d. melanogaster 13,14. Pour les mêmes raisons que c’est un modèle puissant pour la science médicale, Drosophila a émergé comme un système modèle pour étudier l’impact de la pollution anthropique sur un éventail de points-limites toxicologiq…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette publication a été financée par une subvention du ministère de l’éducation (prix PR #P031C160025-17, titre du projet : 84,031 C) auprès des communautés de la Colorado State University-Pueblo (CSU-Pueblo) à l’Engagement de construire des souches actives (C-BASE). Nous remercions zoologie actuel et Elsevier pour fournir les droits d’utiliser les résultats représentatifs publiés dans les documents précédents, ainsi que les éditeurs de JoVE pour nous avoir fourni l’occasion de publier le présent protocole. Nous tenons également à remercier le programme C-BASE, Dr. Brian Vanden Heuvel (C-BASE et département de biologie, CSU-Pueblo), département de biologie de la CSU-Pueblo, Thomas Graziano, Dr Bernard Possidente (département de biologie, Skidmore College) et Dr. Claire Varian Ramos (Département de biologie, Université du Colorado-Pueblo) pour leur soutien et leur assistance.

Materials

Carolina Biological Instant Drosophila Medium Formula 4-24 Carolina Biological 173204
Drosophila vials, Narrow (PS), Polystyrene, Superbulk, 1000 vials/unit Genessee Scientific 32-116SB Used to store flies
Flugs Closures for vials and bottles, Narrow plastic vials Genessee Scientific 49-102 Used to store flies
Cardboard trays, trays only, narrow Genessee Scientific 32-124 Used to organize populations of flies
Cardboard trays, dividers only, narrow Genessee Scientific 32-126 Used to organize populations of flies
Thermo Scientific Nalgene Square Wide-Mouth HDPE Bottles with Closure Fischer Scientific 03-312D Useful for storage of contaminants
Thermo Scientific Nalgene Color-Coded LDPE Wash Bottles Fischer Scientific 03-409-17C Useful for storage of contaminants
Eppendorf Repeater M4 Manual Handheld Pipette Dispenser Fischer Scientific 14-287-150 Used to prepare medium
Combitips Advanced Pipetter Tips – Standard, Eppendorf Quality Tips Fischer Scientific 13-683-708 Used to prepare medium
Flypad, Standard Size (8.1 X 11.6cm) Genessee Scientific 59-114 Used to anesthetize flies
Flystuff foot valve Genessee Scientific 59-121 Used to anesthetize flies
Tubing, green (1 continguous foot/unit) Genessee Scientific 59-124G Used to anesthetize flies
Mineral Oil, Light, White, High Purity Grade, 500 mL HDPE Bottle VWR 97064-130 Used to make a morgue
Glass Erlenmeyer Flask Set – 3 Sizes – 50, 150 and 250ml, Karter Scientific 214U2 Walmart Not applicable Used to make a morgue
BGSET5 Glass Beaker Set Of 5 Walmart
Inbred or wildtype line of Drosophila Bloomington Drosophila Stock Center at Indiana University https://bdsc.indiana.edu
Wild popultions of Drosophila UC San Diego Drosophila Stock Center https://stockcenter.ucsd.edu/info/welcome.php
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Postel, S. . Defusing the Toxics Threat: Controlling Pesticides and Industrial Waste. , (1987).
  2. Vitousek, P. M., Mooney, H. A., Lubchenco, J., Melillo, J. M. Human domination of earth’s ecosystems. Science. 277, 494-499 (1997).
  3. United Nations Environment Program (UNEP). . Saving Our Planet: Challenges and Hopes. , (1992).
  4. Hansen, L. J., Johnson, M. L. Conservation and toxicology: Integrating the disciplines. Conservation Biology. 13, 1225-1227 (1999).
  5. Johnston, E. L., Mayer-Pinto, M., Crowe, T. P. REVIEW: Chemical contaminant effects on marine ecosystem functioning. Journal of Applied Ecology. 52, 140-149 (2015).
  6. Dell’Omo, G. . Behavioral ecotoxicology. , (2002).
  7. Clotfelter, E. D., Bell, A. M., Levering, K. R. The role of animal behaviour in the study of endocrine-disrupting chemicals. Animal Behaviour. 68, 665-676 (2004).
  8. Peterson, E. K., Buchwalter, D. B., Kerby, J. L., LeFauve, M. K., Varian-Ramos, C. W., Swaddle, J. P. Integrative behavioral ecotoxicology: bringing together fields to establish new insight to behavioral ecology, toxicology, and conservation. Current Zoology. 63, 185-194 (2017).
  9. Scott, G. R., Sloman, K. A. The effects of environmental pollutants on complex fish behaviour: Integrating behavioural and physiological indicators of toxicity. Aquatic Toxicology. 68, 369-392 (2004).
  10. Zala, S. M., Penn, D. J. Abnormal behaviors induced by chemical pollution: A review of the evidence and new challenges. Animal Behaviour. 68, 649-664 (2004).
  11. Abolaji, A. O., Kamdem, J. P., Farombi, E. O., Rocha, J. B. T. Drosophila melanogaster as a promising model organism in toxicological studies. Archives of Basic & Applied Medicine. 1, 33-38 (2013).
  12. Jennings, B. H. Drosophila-a versatile model in biology and medicine. Materials Today. 14, 190-195 (2011).
  13. Pandey, U. B., Nichols, C. D. Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery. Pharmacology Reviews. 63, 411-436 (2011).
  14. Rubin, G. M., et al. Comparative genomics of the eukaryotes. Science. 287, 2204-2215 (2000).
  15. Rand, M. D. Drosophotoxicology: The growing potential for Drosophila in neurotoxicology. Neurotoxicol Teratol. 32, 74 (2010).
  16. Rand, M. D., Montgomery, S. L., Prince, L., Vorojeikina, D. Developmental toxicity assays using the Drosophila model. Current Protocols in Toxicology. 59, 1.12.1-1.12.20 (2015).
  17. Burke, M. K., Rose, M. R. Experimental evolution with Drosophila. American Journal of Physiology: Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 296, R1847-R1854 (2009).
  18. He, T., Hirsch, H. V. B., Ruden, D. M., Lnenicka, G. A. Chronic lead exposure alters presynaptic calcium regulation and synaptic facilitation in Drosophila larvae. NeuroToxicology. 30, 777-784 (2009).
  19. Hirsch, H. V., et al. Behavioral effects of chronic exposure to low levels of lead in Drosophila melanogaster. NeuroToxicology. 24, 435-442 (2003).
  20. Hirsch, H. V. B., et al. Variations at a quantitative trait locus (QTL) affect development of behavior in lead-exposed Drosophila melanogaster. NeuroToxicology. 30, 305-311 (2009).
  21. Morley, E. J., Hirsch, H. V. B., Hollocher, K., Lnenicka, G. A. Effects of chronic lead exposure on the neuromuscular junction in Drosophila larvae. NeuroToxicology. 24, 35-41 (2003).
  22. Ruden, D. M., et al. Genetical toxicologenomics in Drosophila identifies master- modulatory loci that are regulated by developmental exposure to lead. NeuroToxicology. 30, 898-914 (2009).
  23. Peterson, E. K., et al. Accumulation, elimination, sequestration, and genetic variation of lead (Pb2+) loads within and between generations of Drosophila melanogaster. Chemosphere. 181, 368-375 (2017).
  24. Peterson, E. K., et al. Asymmetrical positive assortative mating induced by developmental lead (Pb2+) exposure in a model system, Drosophila melanogaster. Current Zoology. 63, 195-203 (2017).
  25. Peterson, E. K. . Consequences of developmental lead (Pb2+) exposure on reproductive strategies in Drosophila. , (2016).
  26. Chifiriuc, M. C., Ratiu, A. C., Popa, M., Ecovolu, A. A. Drosophotoxicology: An emerging research area for assessing nanoparticles interaction with living organisms. International Journal of Molecular Sciences. 17, 36 (2016).
  27. Lachaise, D., Cariou, M. L., David, J. R., Lemeunier, F., Tsacas, L., Ashburner, M. Historical biogeography of the Drosophila melanogaster species subgroup. Evolutionary Biology. 22, 159-225 (1988).
  28. Elgin, C. R., Miller, D. W., Ashburner, M., Wright, T. R. F. Mass rearing of flies and mass production and harvesting of embryos. The Genetics and Biology of Drosophila. 2a, 112-121 (1978).
  29. Shaffer, C. D., Wuller, J. M., Elgin, C. R. Chapter 5: Raising large quantities of Drosophila for biochemical experiments. Methods in Cell Biology. 44, 99-108 (1994).
  30. Stocker, H., Gallant, P. Getting started: an overview on raising and handling Drosophila. Methods in Molecular Biology. 420, 27-44 (2008).
  31. Jennings, J. H., Etges, W. J., Schmitt, T., Hoikkala, A. Cuticular hydrocarbons of Drosophila montana: geographic variation, sexual dimorphism and potential roles as pheromones. Journal of Insect Physiology. 61, 16-24 (2014).
  32. Markow, T. A., O’Grady, P. M. . Drosophila: A Guide to Species Identification and Use. , (2005).
  33. Werner, T., Jaenike, J. . Drosopholids of the midwest and northeast. , (2017).
  34. Greenspan, R. J. The basics of doing a cross. Fly Pushing: The theory and practice of Drosophila genetics. , 3-24 (1997).
  35. JoVE Science Education Database. . . Biology I: yeast, Drosophila and C. elegans. Drosophila Maintenance. , (2018).
  36. Castañeda, P. L., Muñoz, G. L. E., Durán, D. A., Heres, P. M. E., Dueñas, G. I. E. LD50 in Drosophila melanogaster. fed on lead nitrate and lead acetate. Drosophila Information Service. 84, 44-48 (2001).
  37. Massie, H. R., Aiello, V. R., Whitney, S. J. P. Lead accumulation during aging of Drosophila and effect of dietary lead on life span. Age. 15, 47-49 (1992).
  38. Akins, J. M., Schroeder, J. A., Brower, D. L., Aposhian, H. V. Evaluation of Drosophila melanogaster as an alternative animal for studying the neurotoxicity of heavy metals. BioMetals. 5, 111-120 (1992).
  39. Zhou, S., et al. The genetic basis for variation in sensitivity to lead toxicity in Drosophila melanogaster. Environmental Health Perspectives. 124, 1062-1070 (2016).
  40. Pitnick, S., Markow, T. A., Spicer, G. S. Delayed male maturity is a cost of producing large sperm in Drosophila. Proceedings of National Academy of Sciences USA. 92, 10614-10618 (1995).
  41. Beauchemin, D. Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry. Analytical Chemistry. 82, 4786-4810 (2010).
  42. Tyler, M. S., Tyler, M. S. Development of the fruit fly Drosophila melanogaster. Developmental Biology, a Guide for Experimental Study. , 8-27 (2000).
  43. Ortiz, J. G., Opoka, R., Kane, D., Cartwright, I. L. Investigating arsenic susceptibility from a genetic perspective in Drosophila reveals a key role for glutathione synthetase. Toxicological Sciences. 107, 416-426 (2009).
  44. Bonilla, E., Contreras, R., Medina-Leendertz, S., Mora, M., Villalobos, V., Bravo, Y. Minocycline increases the life span and motor activity and decreases lipid peroxidation in manganese treated Drosophila melanogaster. Toxicology. 294, 50-53 (2012).
  45. Guarnieri, D. J., Heberlein, U. Drosophila melanogaster, a genetic model system for alcohol research. International Review of Neurobiology. 54, 199-228 (2003).
  46. Posgai, R., Cipolla-McCulloch, C. B., Murphy, K. R., Hussain, S. M., Rowe, J. J., Nielsen, M. G. Differential toxicity of silver and titanium dioxide nanoparticles on Drosophila melanogaster development, reproductive effort, and viability: size, coatings and antioxidants matter. Chemosphere. 85, 34-42 (2011).
  47. Gupta, S. C., et al. Adverse effect of organophosphate compounds, dichlorvos and chlorpyrifos in the reproductive tissues of transgenic Drosophila melanogaster: 70kDa heat shock protein as a marker of cellular damage. Toxicology. 238, 1-14 (2007).
  48. Wasserkort, R., Koller, T. Screening toxic effects of volatile organic compounds using Drosophila melanogaster. Journal of Applied Toxicology. 17, 119-125 (1997).
  49. Markow, T. A., O’Grady, P. O. Reproductive ecology of Drosophila. Functional Ecology. 22, 747-759 (2008).
  50. Dev, K., Chahal, J., Parkash, R. Seasonal variations in the mating-related traits of Drosophila melanogaster. Journal of Ethology. 31, 165-174 (2013).
  51. Salminen, T. S., Vesala, L., Laiho, A., Merisalo, M., Hoikkala, A., Kankare, M. Seasonal gene expression kinetics between diapause phases in Drosophila virilus group species and overwintering differences between diapausing and non-diapausing females. Nature Scientific Reports. 5, 11197 (2015).
  52. Miller, R. S., Thomas, J. L. The effects of larval crowding and body size on the longevity of adult Drosophila melanogaster. Ecology. 39, 118-125 (1958).
  53. Peterson, E. K., Ghiradella, H., Possidente, B., Hirsch, H. Transgenerational epigenetic effects of lead exposure on behavior in Drosophila melanogaster. 11, 492-493 (2012).
  54. Soares, J. J., et al. Continuous liquid feeding: New method to study pesticides toxicity in Drosophila melanogaster. Analytical Biochemistry. 537, 60-62 (2017).

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DrosophilaToxicity TestingInvertebrate ModelDose ResponseGrowth MediumDevelopmental StagesLarvaeAdultsExposureContaminants
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Peterson, E. K., Long, H. E. Experimental Protocol for Using Drosophila As an Invertebrate Model System for Toxicity Testing in the Laboratory. J. Vis. Exp. (137), e57450, doi:10.3791/57450 (2018).
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