Un dosage de la Virulence bactérienne rapide basé sur une Image à l’aide d’amibe
Summary
Nous présentons ici un protocole visant à mesurer la virulence de bactéries planctoniques ou attaché à la surface à l’aide de d. discoideum (amibes) en tant qu’hôte. Virulence est mesurée sur une période de 1 h et hôte tuant est quantifiée à l’aide de fluorescence microscopie et analyse d’images. Nous démontrons ce protocole à l’aide de la bactérie P. aeruginosa.
Abstract
Les dosages traditionnels de la virulence bactérienne impliquent une exposition prolongée des bactéries au cours de plusieurs heures pour les cellules de l’hôte. Pendant ce temps, bactéries peuvent subir des changements dans la physiologie en raison de l’exposition à l’environnement de croissance d’hôte et la présence de cellules hôtes. Nous avons mis au point un test permettant de mesurer rapidement l’état de la virulence des bactéries qui réduisent au minimum l’étendue à laquelle les bactéries se développent en présence de cellules de l’hôte. Les bactéries et les amibes sont mélangés et immobilisés sur un seul plan d’imagerie à l’aide d’un tampon d’agar. La procédure utilise imagerie de fluorescence monocellulaires avec calcéine-acétoxyméthyl ester (calcéine-AM) comme indicateur de la santé de cellule hôte. La fluorescence des cellules de l’hôte est analysée après 1 h d’exposition des cellules hôtes aux bactéries à l’aide de la microscopie à épifluorescence. Logiciel d’analyse image est utilisée pour calculer un index de mise à mort d’hôte. Cette méthode a été utilisée pour mesurer la virulence dans planctoniques et attaché à la surface Pseudomonas aeruginosa sous-populations durant le stade initial de la formation de biofilm et peuvent être adaptées à d’autres bactéries et autres stades de croissance de biofilm. Ce protocole fournit une méthode rapide et fiable de mesurer la virulence et évite beaucoup des complexités liées à la croissance et le maintien des lignées cellulaires de mammifères. Phénotypes de résistance mesurées ici à l’aide d’amibes ont également été validés à l’aide de macrophages de souris. En particulier, ce test a été utilisé pour établir cette virulence augmente de surface pièce jointe chez P. aeruginosa.
Introduction
Infection bactérienne est l’une des principales causes de mortalité chez l’homme et les animaux1,2. La capacité de mesurer la virulence des bactéries dans des cultures ou des biofilms est importante dans les milieux de soins de santé et de la recherche. Nous décrivons ici une méthode relativement simple, rapide et polyvalent pour quantifier la virulence bactérienne. L’organisme eucaryote Dictyostelium discoideum (amibes) est utilisé comme organisme modèle hôte. D. discoideum a été utilisé comme un hôte pour identifier les facteurs de virulence Pseudomonas aeruginosa (P. aeruginosa)3,4,5 et autres bactéries6,7 ,8 et est susceptibles d’être en grande partie les mêmes facteurs de virulence qui tuent les cellules mammifères, y compris le type III sécrétion9,10. Précédents essais de virulence à l’aide de d. discoideum ont impliqué une exposition prolongée des bactéries aux cellules de d. discoideum au cours des heures3,4,5. Le protocole, ici, présente une méthode rapide de détermination de virulence à l’aide de cette amibe. Ce protocole (Figure 1) décrit comment faire pour : (1) poussent les amibes axéniques (en l’absence de bactéries), (2) développer des bactéries pour le dosage, (3) préparer des bactéries et cellules de l’hôte pour la microscopie, (4) effectuent la microscopie à épifluorescence et (5) analysent amibe fluorescence.
Amibes sont initialement striées sur des stocks congelés et cultivés sur une pelouse d’ Escherichia coli (e. coli), où les amibes produisent des spores. Ces spores sont cueillies et inoculés dans un milieu enrichi de croissance axénique. Les amibes sont maintenues grâce à une croissance axénique dans des conditions nutritives jusqu’à ce qu’ils sont prêts à être mélangés avec les bactéries pour l’évaluation de la virulence bactérienne. La survie ou la mort des amibes est quantifiée par la mesure de la fluorescence de calcéine-acétoxyméthyl (calcéine-AM), qui est clivé par les estérases intracellulaires et, ainsi, activé pour fluorescence11,12. Direct amibes présentent peu ou pas de fluorescence qu’a souligné et cellules mourantes réagissent en intensément. Ce résultat est dû à l’incorporation de petite ou pas de calcéine-AM dans les amibes sains et l’incorporation et le clivage du substrat dans les amibes stressé13. Ce comportement diffère notamment de fluorescence de calcéine-AM dans les cellules de mammifères11,14,15,16.
Les bactéries qui seront évaluées pour la virulence sont cultivés séparément. Ici, nous décrivons comment mesurer la virulence de l’agent pathogène opportuniste de P. aeruginosa et détailler comment quantifier la virulence des planctonique (natation) et attaché à la surface de certaines sous-populations. Ce protocole peut être adapté pour tester la virulence d’autres bactéries. Dans la section résultats de représentant, nous montrons que la virulence est activé dans les cellules attachées à la surface et est faible dans les cellules planctoniques, qui a été rapporté précédemment13. Activé par virulence rattaché au surface P. aeruginosa tue amibes alors que non virulentes cellules planctoniques sont consommés par les amibes. Si la virulence des bactéries planctoniques est uniquement être analysée, les bactéries peuvent être cultivées dans des tubes à culture ordinaire plutôt que d’utiliser des boîtes de Pétri comme décrit dans le protocole.
La croissance des amibes et P. aeruginosa cultures doit être coordonnée, tel que les cultures P. aeruginosa atteint la phase de croissance prévue, tandis que les amibes sont de plus en plus à l’état stable dans des conditions de nutriments. Cette condition nécessite généralement des cultures d’amibes à diluer au moins 1 jour avant lorsqu’ils sont mélangés avec des bactéries. Les amibes et bactéries sont immobilisées à l’aide de tampons de gélose, sont conjointement mis en incubation pendant 1 h et imagés à l’aide d’une faible résolution (10 X, ouverture numérique 0,3) filtres de protéine de fluorescence objective, verte (GFP) et une caméra d’imagerie. Analyse peut être effectuée à l’aide disponible gratuitement logiciel ImageJ ou personnalisées logiciel analyse d’images. Notre analyse a été réalisée à l’aide de nos propres logiciels écrits à l’aide d’une analyse scientifique paquet13. Le logiciel devrait créer un masque à l’aide de l’image de contraste de phase et extraire des valeurs de fluorescence des zones masquées à l’image de fluorescence. Valeurs de fluorescence sont en moyenne sur au moins 100 cellules, ayant pour résultat un index de mise à mort d’hôte numérique.
Protocol
Representative Results
Discussion
Ce protocole décrit une méthode rapide et quantitative pour doser la virulence chez P. aeruginosa. Ce protocole peut être testé avec d’autres bactéries. Toutefois, il est important de garder à l’esprit que le milieu de croissance doit être compatible avec les conditions de croissance d’amibe. En particulier, nous avons optimisé le protocole en utilisant PS:DB comme le milieu de croissance bactérienne. Si les autres médias sont utilisés, il peut être nécessaire d’effectuer un contrôle de cro…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
KP et AS a écrit et révisé le manuscrit. KP effectué les expériences et l’analyse. Ce travail a été soutenu par le National Institutes of Health (NIH) Bourse de Transition de carrière (K22AI112816) à As.
Materials
| Reagents | |||
| Bacto agar, dehydrated | BD Difco | 214010 | |
| Antibiotic-Antimycotic (100X) | Life Technologies | 15240062 | Aliquot < 1 mL and store at -20 °C |
| Calcein-acetoxymethyl ester (calcein-AM) | Life Technologies | C34852 | Calcein Acetoxymethyl (AM) |
| Calcium chloride, anhydrous | Sigma-Aldrich | C1016 | |
| D-Glucose | Fisher Chemical | D16500 | Dextrose |
| Dimethyl sulfoxide | Sigma-Aldrich | D5879 | |
| Folic acid | Sigma-Aldrich | F8758 | |
| LB-Miller | BD Difco | 244620 | |
| Magnesium chloride | Sigma-Aldrich | M8266 | |
| Yeast extract | Oxoid | LP0021 | |
| Special peptone | Oxoid | LP0072 | |
| Potassium hyroxide | Fisher Chemical | P250 | |
| Potassium phosphate monobasic | Sigma-Aldrich | P0662 | |
| Sodium phosphate dibasic heptahydrate | Fisher Chemical | S373 | |
| Vitamin B12 | Sigma-Aldrich | V2876 | |
| Strains | |||
| Dictyostelium discoideum | Siryaporn lab | Strain AX318 | |
| Escherichia coli | Siryaporn lab | Strain B/r17 | |
| Pseudomonas aeruginosa | Siryaporn lab | PA14 | PA14 strain19 |
| Pseudomonas aeruginosa ΔlasR | Siryaporn lab | AFS20.1 | PA14-derived strain20 |
| Supplies | |||
| 0.22 µm filter | Millipore | SCGPT01RE | For filter sterilization |
| Conical tube, 15 mL | Corning | 352097 | |
| Glass storage bottles | Pyrex | 13951L | 250 mL, 500 mL, 1000 mL |
| Petri dish, 6 cm diameter | Corning | 351007 | 60 x 15 mm polystyrene plates |
| Petri dish, 10 cm diameter | Fisher | FB0875712 | 100 x 15 mm polystyrene plates |
| Plastic containers with lid | Ziploc | 2.57E+09 | Square 3-cup containers |
| Glass plates | Bio-Rad | 1653308 | For preparing agar pads. Other glass plates may be used with similar dimensions. |
| Wooden sticks | Fisher | 23-400-102 | |
| Equipment | |||
| Eclipse Ti-E microscope | Nikon | MEA53100 | Microscope setup |
| 10X Plan Fluor Ph1 objective 0.3 NA | Nikon | MRH20101 | Microscope setup |
| Fluorescence excitation source | Lumencor | Sola light engine | Microscope setup |
| Fluorescence filter set | Semrock | LED-DA/FI/TX-3X3M-A-000 | Microscope setup |
| Orca Flash 4.0 V2 Camera | Hamamatsu | 77054098 | Microscope setup |
| ImageJ | NIH | v. 1.49 | Software for image analysis |
| MATLAB | Mathworks | R2013 | Software for image analysis |
| Orbital shaker incubator | VWR | 89032-092 | For growth of bacteria at 37 °C |
| Platform shaker | Fisher | 13-687-700 | For growth of amoebae at 22 °C |
| Spectrophotometer | Biochrom | Ultrospec 10 | |
| Undercounter refrigerated incubator | Fisher | 97990E | For growth of amoebae at 22 °C |
| Isotemp waterbath | Fisher | 15-462-21Q | For cooling media to 55 °C |
Riferimenti
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