猪作为头颈部微血管重建训练模块
Summary
在这里, 我们提出了一个使用猪上腹动脉穿皮瓣作为一个学习模块的头部和颈部微血管重建的协议。
Abstract
在训练游离皮瓣采集和吻合术时, 需要有类似人类手术条件的活模型。用于训练的动物模型在许多外科领域已有多年可用。我们使用的女性 (因为他们是容易处理的程序) 约克郡猪的头部和颈部的重建通过收割深下腹动脉穿孔或上腹部动脉穿孔的皮瓣。通过颈总动脉和颈内静脉解剖, 制备吻合部位 (颈部皮肤缺损或气管壁缺损), 在实际生活中使用3.5×放大镜放大术进行吻合。这个过程演示了一种新的训练方法, 使用可靠的学习模式, 并提供一个详细的解剖学在现场场景。重点研究缺血时间、收获、血管吻合、皮瓣的设计, 以适应缺损部位。这种模式改善组织处理和使用适当的仪器可以重复多次, 使外科医生是完全有信心, 然后开始对人类的手术。
Introduction
头颈部恶性肿瘤术后重建是一项与重大发病率相关的困难手术。微血管游离皮瓣重建已被公认为标准方法重建20年1,2,3。游离皮瓣转移在改善癌症患者头颈部管理和创伤后损伤中起着重要作用, 从而推动疾病外科切除术的边界超越以往的技术, 从而导致更大的患者生活质量和更长的生存率1,2,3。用于重建的各种皮瓣包括旋转、接枝和游离襟翼。
游离皮瓣在头颈部重建中的作用已经扩大。这是最困难的皮瓣工作, 需要熟练和微妙的处理。皮瓣衰竭是一项灾难性事件, 发病率4,5。因此, 需要相当长的训练时间来为成功的手术结果3、4、5、6、7、8, 制定必要的精确度, 9。与这种手术相关的陡峭的学习曲线可以影响患者的预后, 影响治疗管理3,4,5,6,7, 8,9。为了减少新外科医生的训练时间和学习曲线, 需要一个模拟人类生物学的训练模型, 并提供类似的手术现场条件8。
本研究的目的是表明猪的可见性, 作为一个良好的训练模块的头部和颈部微血管重建类似的人的情况下, 提高技能的积极的方式。
本研究采用猪模型训练新的同事在头颈部微血管重建中进行游离皮瓣转移, 为临床现场训练提供成本效益和较少压力的补充, 可靠地类似自由襟翼程序的功能。猪被用于许多研究和作为教学模型为各种各样的外科重建,例如,乳房重建;5然而, 猪从来没有被用于头颈部重建, 除了在我们的研究, 气管重建由于气管狭窄10。
这个想法是在弗雷德里克布丹7之后开始的, 他描述了乳房重建的类似皮瓣。研究其他微血管训练模块的主要优点是主动点缀模块, 其结果是程序的实时性。
Protocol
Representative Results
Discussion
头颈部恶性肿瘤患者在手术治疗中可能出现严重的发病率和缺陷。在大多数情况下, 微血管游离组织移植已成为重建的基础。皮瓣的可行性是一个关键问题, 需要稳定, 精确处理椎弓根, 触觉感觉, 空间能力, 和优秀的手术流程从外科医生8。要发展这些技能, 你需要广泛的实践与训练模型3,4,5,<sup class="xref…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
这项工作由科学、信息和通信技术和未来规划部 (2015R1C1A1A01051907) 资助的韩国国家研究基金会 (NRF) 资助和支持。这项工作还得到了科学、信息和通信技术 & 未来规划 (NRF-2016M3A9E9941746) 资助的韩国国家研究基金会 (NRF) 的基础科学研究项目的支持。
Materials
| Pigs XP Bio, Seoul, South Korea | |||
| Surgical Hair Removal shaver | 3M | ||
| 22 gage catheter | B.BRAUN | ||
| syring with needle size 18 | Jung Rim Medical | ||
| Intramuscular alfaxan | Careside | 10ml/VAL | |
| Intramuscularxylazine | Bayer | ||
| Intramuscular azaperone | Sigma-aldrich | 34223 | |
| Intramuscular atropine | Daewon | 0.5mg/A | |
| Intramuscular cefazolin | Yuhan | 1g | |
| intravenous Ketorolac | Hana Pharm | 30mg | |
| Swine ansthesia mask | DRE | 1392 | |
| endotracheal cuff tube 6.5 mm | SMITH medical | 100/150/065 | |
| ansthesia Machine | Dräger | PRIMUS IE | |
| 2% lidocaine topical solution | Taejoon | ||
| vet ointment | Pfizer | terramycin |
|
| eye cover patch | Innomed | S-universal010S | |
| betadine solution 1%. | Korea Pharma | ||
| gauze 4*4 | First Medical | 22*30CM 320S | |
| blade No. 23 | Paragon | 23 | |
| lahey retractor | V.Mueller | SU3960 | |
| kelly tissue scissors | SOLCO | 05-1990 | |
| blade No. 11 | Paragon | 11 | |
| surgical marking pen | Aspen Surgical | Regular #2750 | |
| allis | V.Mueller | SU4055 | |
| tie suture | Covidein | non-needle | |
| 3.5× surgical loupe | zeiss | eyemag smart | |
| double clamp without frame | V.Mueller | CH7155 | |
| microscissors | AESCULAP | FD038R | |
| Ringer's lactate | Daehan | 500ml/1bag | |
| amoxicillin–clavulanate | Ilsung | 0.6g/V | |
| Meloxicam | Samil | 7.5mg | |
| propofol | Dong Kook | 120mg/V | |
| intravenous KCl solution | Daehan | 20ml/50P | |
| mosquito curved | SOLCO | 013-0111 | |
| mosquito straight | SOLCO | 05-1050 | |
| ethilone 10-0 suture | ethicone | 10/0W1756 | |
| Vicryl 3-0. | ethicone | 3/0W9890 | |
| buprenorphine | Hanlim | 0.3mg |
Riferimenti
- Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review. Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).
- Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review. Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).
- Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps. British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).
- Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training. The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).
- Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. Porcine model for free-flap breast reconstruction training. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).
- Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).
- Carey, J. N., et al. Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers. Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).
- Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).
- Matsumura, N. A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card. Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).
- Kim, W. S., et al. Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application. Scientific Reports. 7 (1), 10022 (2017).
