Screening Cotton Genotypes auf Reniform Nematode Resistenz
Summary
Hier wird ein Protokoll für das schnelle zerstörungsfreie Screening von Baumwollgenotypen auf reniforme Nematodenresistenz vorgelegt. Das Protokoll beinhaltet die visuelle Untersuchung der Wurzeln von nematodeninfizierten Baumwollsämlingen, um die Infektionsreaktion zu bestimmen. Der vegetative Trieb aus jeder Pflanze wird dann vermehrt, um Pflanzen für die Saatgutproduktion zurückzugewinnen.
Abstract
Ein schnelles zerstörungsfreies Reniformnematode (Rotylenchulus reniformis) Screening-Protokoll ist für die Entwicklung von resistenten Baumwolle (Gossypium hirsutum) Sorten erforderlich, um das Nematodenmanagement zu verbessern. Die meisten Protokolle beinhalten die Extraktion von vermiformen Nematoden oder Eiern aus dem Baumwollwurzelsystem oder Blumenerde, um die Populationsdichte oder Fortpflanzungsrate zu bestimmen. Diese Ansätze sind in der Regel zeitaufwändig, wobei eine kleine Anzahl von Genotypen bewertet wird. Hier wird ein alternativer Ansatz beschrieben, bei dem das Wurzelsystem visuell auf Eine Nematodeninfektion untersucht wird. Das Protokoll beinhaltet die Impfung von Baumwollsämling 7 Tage nach der Pflanzung mit vermiformenen Nematoden und die Bestimmung der Anzahl der Weibchen, die 28 Tage nach der Impfung am Wurzelsystem befestigt sind. Die Daten werden ausgedrückt als die Anzahl der Weibchen pro Gramm frischer Wurzelgewichte, um sich an die Variation des Wurzelwachstums anzupassen. Das Protokoll bietet eine ausgezeichnete Methode zur Bewertung der Wirtspflanzenresistenz im Zusammenhang mit der Fähigkeit des Nematoden, eine Infektionsstelle zu etablieren; Resistenzen, die die Nematodenreproduktion behindern, werden jedoch nicht beurteilt. Wie bei anderen Screening-Protokollen wird häufig Variation bei Nematodeninfektionen zwischen einzelnen Genotypen innerhalb und zwischen Experimenten beobachtet. Die Daten werden dargestellt, um den Variationsumfang zu veranschaulichen, der mit dem Protokoll beobachtet wurde. Um diese Variation anzupassen, werden Kontrollgenotypen in Experimente einbezogen. Dennoch bietet das Protokoll eine einfache und schnelle Methode zur Bewertung der Wirtspflanzenresistenz. Das Protokoll wurde erfolgreich verwendet, um resistente Beitritte aus dem Gzu identifizieren. Arboreum-Keimplasma-Sammlung und bewerten Segregierenpopulationen von mehr als 300 Individuen, um die Genetik der Resistenz zu bestimmen. Es wurde auch eine vegetative Vermehrungsmethode zur Rückgewinnung von Pflanzen für die Resistenzzüchtung entwickelt. Nach der Entfernung des Wurzelsystems zur Nematodenauswertung wird der vegetative Trieb nachgepflanzt, um die Entwicklung eines neuen Wurzelsystems zu ermöglichen. Mehr als 95% der Triebe entwickeln in der Regel ein neues Wurzelsystem mit Pflanzen, die reife reife werden.
Introduction
Rotylenchulus reniformis (Linford und Oliveira), gemeinhin als Reniformnematode bezeichnet, ist eine der wichtigsten parasitären Nematodenarten, die in Böden des Südostens der Vereinigten Staaten vorkommen1,2,3. Der Nematoden ist ein obligater, sessesshafter Semiendosit, der eine Wirtspflanze benötigt, um ihren Lebenszyklus abzuschließen2,4. Vermiforme präadulte weibliche Nematoden dringen in das Wirtswurzelsystem ein, um eine Futterstelle in der Stele2,3zu errichten. Wenn sich die Nematode ernährt und reift, schwillt der hintere Teil, der außerhalb der Wirtswurzel verbleibt, bei der Eiproduktion an und bildet eine charakteristische Nierenform (Abbildung 1). Rotylenchulus reniformis ist in der Lage, sich vom Wurzelsystem von mehr als 300 Pflanzenarten, einschließlich Baumwolle4, zu ernähren. Upland-Baumwolle(Gossypium hirsutum L.) wird im Südosten der Vereinigten Staaten weit verbreitet angebaut, aber das Fehlen von R. reniformis resistente Sorten behindern Nematodenmanagement2,3. Managementstrategien wie Nematizidbehandlung und Rotation mit Nicht-Wirtspflanzenarten wurden verwendet, um den Boden Rzu reduzieren. reniformis Populationsdichten5,6, aber Samen Baumwolle Ertragsverluste können in der Regel von 1 bis 5%2reichen. Symptome von R. Reniformis-Infektion kann Pflanzenstunting, unterdrücktes Wurzelwachstum, Ernährungsmängel, Obstabtreibung und verzögerte Reife2umfassen. Jedoch, Symptome können nicht aufgrund der Gleichförmigkeit der Symptome auf dem Feld offensichtlich sein; daher Ansätze zur Bewertung von R. Reniformis-Infektionen sind erforderlich, um resistente Baumwollsorten im Hochland zu identifizieren und zu entwickeln. Bewertung von R. reniformis Resistenz in Baumwolle gilt als schwierig7, weil das infizierte Wurzelsystem normal erscheinen kann, obwohl die Pflanze Symptome einer Infektion zeigen kann8.
Für die Identifizierung von Rist ein effektives Nematoden-Screening-Protokoll erforderlich. reniformis resistente Beitritte aus der Baumwollkeimplasmasammlung und zur Bestimmung der Resistenzgenetik für diese Beitritte. Ein solches Protokoll wird bei der Übertragung von Resistenzgenen auf Hochlandbaumwolle helfen. Zur Beurteilung von Rwurden verschiedene Bioassay-Methoden verwendet. reniformis Infektion in Baumwolle8,9,10,11,12,13,14,15. Im Allgemeinen wurden zwei Hauptansätze für die Identifizierung von Rverwendet. reniformis resistente Baumwollgenotypen. Der am häufigsten verwendete Ansatz beinhaltet die Extraktion von Eiern und/oder vermiformenen Nematoden aus infizierten Pflanzen oder Böden8,11,12,14,15. Die allgemeine Methodik für diesen Ansatz beinhaltet das Anpflanzen von Samen für die einzelnen Baumwollgenotypen in separaten Töpfen, so dass sich die Sämlinge für 7 bis 14 Tage entwickeln können, indem die Sämlinge durch Zugabe einer Mischung aus vermiformen Stufen von Rimpfen. Reniformis in den Boden, und so dass die Nematoden das Wurzelsystem für 30 bis 60 Tage infizieren. Als nächstes werden vermiforme Nematoden und/oder Eier aus dem infizierten Wurzelsystem jeder Pflanze oder aus dem Blumenboden extrahiert. Die Anzahl der extrahierten Nematoden oder Eier wird dann bestimmt, um die Populationsdichte und Fortpflanzungsrate zu schätzen, die mit Kontrollgenotypen verglichen werden, um resistente Genotypen zu identifizieren.
Ein alternativer Ansatz, wie hier beschrieben, beinhaltet mikroskopisch die Untersuchung des Baumwollwurzelsystems, das mit Nematoden infiziert wurde, um die Anzahl der weiblichen Nematoden zu bestimmen, die die Wurzeln parasitieren10,16. Ähnlich wie bei anderen Ansätzen werden Baumwollgenotypen in separaten Töpfen gepflanzt und ca. 7 Tage nach der Pflanzung mit vermiforderen Nematoden geimpft. Innerhalb von 30 Tagen nach der Impfung wird das Wurzelsystem von einzelnen Pflanzen entfernt und der Boden von den Wurzeln abgeführt. Als nächstes werden die Amematoden, die am Wurzelsystem befestigt sind, mit roter Lebensmittelfarbe17gefärbt, und Die Wurzeln werden mikroskopisch untersucht, um die Anzahl der Infektionsstellen mit resistenten Baumwollgenotypen zu bestimmen (identifiziert basierend auf der Anzahl der Nematoden pro Gramm Wurzel) im Vergleich zu einer anfälligen Kontrolle16. Dieser zweite Ansatz hat den Vorteil eines erhöhten Durchsatzes, indem er die Anzahl der für die Bewertung erforderlichen Tage reduziert und die Anzahl der einzelnen Genotypen erhöht, die in einem einzigen Experiment bewertet werden. Screening-Methoden, die Bevölkerungsdichte oder Reproduktionsrate bewerten, sind oft zeitaufwändiger als jene, die auf visuellen Beobachtungen von Infektionszeichen basieren7. Eine Einschränkung dieses Ansatzes besteht jedoch darin, dass die Widerstandsfähigkeit von Wirtspflanzen, die die Nematodenvermehrung gemäß der Eiproduktion behindert, nicht bewertet wird13.
Screening-Protokolle für R. Reniformis-Widerstand zerstört oft das Wurzelsystem während der Auswertung7 und beinhaltet, dass der vegetative Trieb verworfen wird. Um diese Einschränkung zu überwinden, wurde eine Methode der vegetativen Vermehrung entwickelt, um die Rückgewinnung von Pflanzen für die Saatgutproduktion zu ermöglichen18. Nach dem Entfernen des Wurzelsystems zur Nematodenbewertung wird der vegetative Trieb in Blumenerde gepflanzt, damit das Wurzelsystem nachwachsen kann. Diese Methode hat breite Anwendungen für die meisten R. reniformis Screening-Protokolle. Eine einfache und schnelle Methode der vegetativen Vermehrung ist von entscheidender Bedeutung für die Züchtung R. reniformis resistente Hochland-Baumwollsorten, bei denen die Rückgewinnung der Nachkommenschaft erforderlich ist, um resistente Genotypen auf die nächste Generation zu bringen.
Für das großflächige Screening von Baumwollgenotypen auf Reniformnematodenresistenz wird ein Protokoll vorgelegt. Ziel ist es, eine einfache und schnelle zerstörungsfreie Screening-Methode zur Bewertung von Baumwollzuchtpopulationen auf Nematodenresistenz zu entwickeln, um bei der Züchtung resistenter Hochland-Baumwollsorten zu helfen. Mit diesem Protokoll werden die Daten in der Regel innerhalb von 35 Tagen gewonnen, wobei mehr als 300 Genotypen in einem einzigen Experiment ausgewertet werden. Die Daten werden für resistente und anfällige Genotypen dargestellt, um die mit diesen Methoden häufig beobachtete Variation zu veranschaulichen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Für 1) die Identifizierung von Rist ein effektives Screening-Protokoll erforderlich. reniformis resistente Baumwollgenotypen, um die Genetik der Resistenz und 2) die Züchtung resistenter Sorten zu bewerten. Die meisten Protokolle bewerten R. reniformis Populationsdichten oder Reproduktionsraten durch Extraktion von vermiformenen Nematoden oder Eiern aus dem Baumwollwurzelsystem oder Blumenerde8,11,<sup class="xref"…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Diese Forschung wurde vom Landwirtschaftsministerium der Vereinigten Staaten, Agricultural Research Service, finanziert. Die Erwähnung von Handelsnamen und kommerziellen Produkten in diesem Artikel dient ausschließlich dem Zweck der Bereitstellung spezifischer Informationen und impliziert keine Empfehlungen oder Empfehlungen des US-Landwirtschaftsministeriums. USDA ist ein Anbieter von Chancengleichheit und Arbeitgeber. Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt zu erklären. Technische Hilfe leistete Kristi Jordan.
Materials
| Ray Leach Cone-tainer | Stuewe and Sons Inc. | SC10U | |
| Cone-tainer tray | Stuewe and Sons Inc. | RL98 | |
| Sand | various | ||
| Cotton balls | various | ||
| Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W) | Pylon Platics | L-4-W | Any brand or vendor is acceptible. |
| 4 oz. specimen containers | Fisher Scientific | 16-320-731 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Red food coloring | McCormick & Co., Inc. | ||
| 1 mL Pipet tips | various | ||
| 10 L container | various | Inexpensive buckets work well. | |
| 6 L pots | Nursery Supplies Inc. | Poly-Tainer-Can No2A | Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used |
| Potting media | Sun Gro Horticulture | Metro-Mix 360 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Fertilizer | Everris NA Inc. | Osmocote Plus | Any brand or vendor is acceptible. |
| Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D) | Rubbermaid | 3O29 | Any brand or vendor is acceptible. |
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