Un modelo confiable y Reproducible tamaño crítico Femoral defecto segmentario en ratas estabilizado con un Fixator externo personalizado
Summary
Modelos de mamíferos in vivo de defectos óseos de tamaño crítico son esenciales para los investigadores estudiando mecanismos de curación y tratamientos ortopédicos. Aquí, presentamos un protocolo para la creación de defectos reproducibles, segmentarias, femorales en ratas estabilizadas con fijación externa.
Abstract
Investigación Ortopédica depende en gran medida de modelos animales para estudiar mecanismos de hueso curativo en vivo , así como investigar las nuevas técnicas de tratamiento. Tamaño crítico defectos segmentarios están cuestionando a tratar clínicamente, y esfuerzos de investigación podrían beneficiarse de un modelo animal pequeño confiable, ambulatorio de un defecto femoral segmentario. En este estudio, presentamos un protocolo quirúrgico optimizado para la creación coherente y reproducible de un defecto crítico diafisaria de 5 mm en un fémur de rata estabilizada con un fixator externo. La ostectomía diafisaria se realizó mediante una plantilla personalizada para colocar 4 bicortically alambres de Kirschner, que fueron estabilizados con un dispositivo de fijador externo adaptado. Una sierra oscilante de hueso fue usado para crear el defecto. Una esponja de colágeno solamente o una esponja de colágeno empapado de rhBMP-2 fue implantada en el defecto, y la curación del hueso fue monitoreada durante 12 semanas con las radiografías. Después de 12 semanas, las ratas fueron sacrificadas, y el análisis histológico se realizó en el control suprimido y tratados fémur. Defectos óseos que contienen esponja de colágeno solamente dio lugar a no sindicalizados, mientras que rhBMP-2 tratamiento produjo la formación de una remodelación de hueso perióstico nuevo y cruel. Fijación recuperada bien después de la implantación y externa de animales tuvo éxito en la estabilización de los defectos femorales durante 12 semanas. Este modelo quirúrgico optimizado podría aplicarse fácilmente para estudiar hueso curativo y probar nuevos biomateriales ortopédicos y terapias regenerativas en vivo.
Introduction
Cirugía ortopédica traumatológica se centra en el tratamiento de una amplia gama de fracturas complejas. Crítica ósea segmentaria diafisaria defectos han demostrado ser difíciles de tratar clínicamente debido a la disminución de la capacidad regenerativa del músculo circundante y periostio, así como la falta de locales angiogénesis1. Técnicas de tratamiento modernos incluyen fijación quirúrgica con injerto óseo, retardada de injerto óseo (Masquelet), transporte óseo, fusión o amputación2,3,4. En la mayoría de los pacientes que tienen función ambulatoria conservada después de su trauma, con extremidades distales funciona bien, salvar la extremidad es claramente un mejor tratamiento opción5. Estos tratamientos de salvamento a menudo requieren efectuadas intervenciones sobre un curso de tratamiento. Algunos autores han sugerido que la fijación externa es superior en comparación con la superficie de fijación interna para estas aplicaciones debido a los daños de la disminución del tejido durante la implantación, disminuida implantada y mayor ajustabilidad postoperatoria de el fijador6. Sin embargo, un ensayo controlado aleatorio prospectivo está actualmente en marcha ayudar a aclarar esta controversia de internos versus fijación externa en las fracturas abiertas graves de la tibia7. Lamentablemente, con cada tratamiento seleccionado, importantes tasas de complicación y falta persistan8,9. Con cualquier método de tratamiento, con respecto a la pérdida ósea segmentaria, el cirujano debe lidiar con segmentarios diafisarias defectos que presentan desafíos importantes. Correcciones de defectos segmentarios deben maximizar la estabilización ósea y mejorar simultáneamente el proceso osteogénico10,11.
Debido a la importancia clínica, sin embargo, el volumen más bajo, de defectos segmentarios diafisarias tamaño crítico, un modelo eficaz y reproducible del animal es necesario para permitir que equipos de investigación avanzar en técnicas de tratamiento y, en definitiva, mejorar los resultados clínicos. Los investigadores deben estudiar en vivo fisiológico mecanismos curativos en un modelo animal mamífero. Aunque tales modelos de fijación externa ya existen12,13,14,15, esperamos proporcionar un método más fiable para no-cooperativas de ahorro y en los animales no tratados, disminución de costos a través de la opción de materiales asequibles fixator y contorno un protocolo quirúrgico simple de fácil aplicación para futuros estudios. El objetivo principal de este protocolo es establecer un modelo confiable y reproducible de un defecto crítico diafisario en ratas. El procedimiento se evaluó mediante la evaluación de la estabilización y el hueso curativo en fémur de rata durante 12 semanas. Los objetivos secundarios incluidos: hacer un modelo asequible como un costo efectivo como sea posible, simplificar el abordaje quirúrgico y estabilización y garantizar la ética de cuidado de los animales. Los autores y el equipo de investigación realizaron experimentos preliminares con una gama de diferentes biomateriales y posibles terapias regenerativas para mejorar la cicatrización en este defecto segmentario.
Protocol
Representative Results
Discussion
Pequeños modelos animales de lesiones ortopédicas como fracturas de huesos completa permiten investigación que explora los mecanismos de osteogénesis y evaluar el potencial terapéutico de biomateriales20. Este estudio presenta una rata defecto segmentario modelo estabilizado por un fijador externo personalizado que un equipo de laboratorio e ingeniería biomédica puede reproducir fácilmente para otros estudios de carga osteosíntesis reparación de hueso.
Estudio…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este trabajo fue apoyado por un equipo de NIH Grant 1S10OD023676-01 con apoyo adicional a través de la Universidad de Wisconsin departamentos de Ortopedia y rehabilitación y escuela de medicina y salud pública. Queremos reconocer la UW Carbone cáncer centro apoyo beca P30 CA014520 y uso de su pequeña facilidad la proyección de imagen del Animal, así como la beca de formación de NIH 5T35OD011078-08 apoyo de H. Martin. También agradecemos a Michael y Mary Sue Shannon por su apoyo de la Asociación de regeneración musculoesquelética.
Materials
| 0.9% Sterile Saline | Baxter | 2F7124 | Used for irrigating wound and rehydration |
| 10% Iodine/Povidone | Carefusion | 1215016 | Used to prep skin |
| 10% Neutral Buffered Formalin | VWR | 89370094 | Used as fixative |
| 1mm non-threaded kirschner wire | DePuy Synthes | VW1003.15 | Sterilized, used for the most proximal pin |
| 1mm threaded kirschner wire | DePuy Synthes | VW1005.15 | Sterilized, used for the 3 most distal pin slots |
| 2×2 gauze | Covidien | 4006130 | Sterilized, used to prep skin and absorb blood |
| 4-0 Vicryl Suture | Ethicon | 4015304 | Used to close muscle and skin layers |
| 4-40 x 0.25",18-8 stainless steel button head cap screws | Generic | External fixator assembly | |
| 4200 Cordless Driver | Stryker | OR-S-4200 | Used to drill kirschner wires |
| 4×4 gauze | Covidien | 1219158 | Sterilized, used to absorb blood |
| 70 % Ethanol | Used to prep skin | ||
| Baytril | Bayer Healthcare LLC, Animal health division | 312.10010.3 | Added to water as an antibiotic |
| Cefazolin | Hikma Pharmaceuticals | 8917156 | Pre-op antibiotic |
| CleanCap Gaussia Luciferase mRNA (5moU) | TriLink Biotechnologies | L-7205 | Modified mRNA encoding for Gaussia Luciferase, keep on ice during use |
| Coelenterazine native | NanoLight Technology | 303 | Substrate for Guassia Luciferase, used to assess luciferase activity in vivo |
| Double antibiotic ointment | Johnson & Johnson consumer Inc | 8975432 | Applied to pin sites post-op as wound care |
| Dual Cut Microblade | Stryker | 5400-003-410 | Used to create 5mm defect in femur |
| Ethylenediamine Tetraacetic Acid (EDTA) | Fisher | BP120-500 | Used to decalcify bone to prep for histology |
| Extended Release Buprenorphine | ZooPharm | Used as 3 day pain relief | |
| Fenestrated drapes | 3M | 1204025 | Used to establish sterile field |
| Handpiece cord for TPS | Stryker | OR-S-5100-4N | Used to create 5mm defect in femur |
| Heating pad | K&H Pet Products | 121239 | Rat body temperature maintenance |
| Hexagonal head screwdriver | Wiha | 263/1/16 " X 50 | External fixator tightening |
| Induction chamber | Generic | Anesthesia for rats | |
| Infuse collagen sponge with recombinant human Bone Morphogenic Protein-2 | Medtronic | 7510200 | Clinically relevant treatment used as positive control |
| Isoflurane | Clipper | 10250 | Anesthesia for rats |
| IVIS | Perkin Elmer | 124262 | Bioluminescence imaging modality |
| Jig | Custom | Used to place bicortical pins | |
| Lipofectamine MessengerMAX | Fisher Scientific | LMRNA003 | mRNA complexing agent that enables mRNA delivery |
| Sensorcaine-MPF (Bupivicane (0.25%) and Epinephrine (1:200,000)) | APP Pharmaceuticals, LLC | NDC 63323-468-37 | Applied to surgical site for pain relief and vasoconstriction |
| Sterile water | Hospira | 8904653 | Used as solvent for cefazolin powder |
| Titanium external fixator plates | Custom | Prepared in house with scrap titanium and milling machine | |
| Total Performance System (TPS) Console | Stryker | OR-S-5100-1 | Used to create 5mm defect in femur |
| TPS MicroSaggital Saw | Stryker | OR-S-5100-34 | Used to create 5mm defect in femur |
| Ultrafocus Faxitron with DXA | Faxitron | High resolution radiographic imaging modality | |
| Uniprim rat diet | Envigo | TD.06596 | Medicated rat diet |
| Universal Handswitch for TPS | Stryker | OR-S-5100-9 | Used to create 5mm defect in femur |
| Vetbond Tissue Adhesive | 3M | 1469 | Skin closure |
Riferimenti
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