Summary

جراحة الأعصاب الوجه في نموذج الفئران لدراسة تثبيط أكسونال وتجديد

Published: May 05, 2020
doi:

Summary

يصف هذا البروتوكول نهجًا قابلًا للتكرار لجراحة الأعصاب في الوجه في نموذج الفئران ، بما في ذلك أوصاف أنماط مختلفة من الإصابة.

Abstract

يصف هذا البروتوكول طرقًا متسقة وقابلة للاستنساخ لدراسة التجديد المحوري والتثبيط في نموذج إصابة العصب في الوجه الفئران. يمكن التلاعب بعصب الوجه على طوله بأكمله ، من جزئه داخل الجمجمة إلى مساره خارج الزمان. هناك ثلاثة أنواع أساسية من إصابات الأعصاب المستخدمة في الدراسة التجريبية للخصائص التجديدية: سحق الأعصاب، واستئصال، والفجوة العصبية. نطاق التدخلات المحتملة واسع، بما في ذلك التلاعب الجراحي بالعصب، وتسليم الكواشف العصبية أو الخلايا، والتلاعب إما بالأعضاء المركزية أو النهائية. مزايا هذا النموذج لدراسة تجديد الأعصاب تشمل البساطة، والتكاثر، واتساق بين الأنواع، ومعدلات البقاء على قيد الحياة موثوق بها من الفئران، وزيادة حجم التشريحية نسبة إلى نماذج المورين. وتشمل قيوده التلاعب الجيني أكثر محدودية مقابل نموذج الماوس والقدرة التجديدية الفائقة للفئران، بحيث يجب على عالم الأعصاب في الوجه أن يقيّم بعناية النقاط الزمنية للتعافي وما إذا كان سيترجم النتائج إلى الحيوانات العليا والدراسات البشرية. يسمح نموذج الفئران لإصابة الأعصاب في الوجه بمعلمات وظيفية وإلكتروفيسية وأنسجة لتفسير ومقارنة تجديد الأعصاب. وبالتالي فإنه يضم إمكانات هائلة نحو تعزيز فهم وعلاج العواقب المدمرة لإصابة الأعصاب الوجه في المرضى الإنسان.

Introduction

يمكن أن تكون إصابة الأعصاب القحفية في منطقة الرأس والرقبة ثانوية للمسببات الخلقية أو المعدية أو مجهول السبب أو الأياتروبية أو المؤلمة أو العصبية أو الأورام أو المسببات الجهازية1. العصب القحفي السابع، أو العصب الوجهي، يتأثر عادة. يمكن أن يكون حدوث خلل الأعصاب في الوجه كبيرًا ، لأنه يؤثر على 20 إلى 30 لكل 100،000 شخص كل عام2. الفروع الحركية الرئيسية لعصب الوجه هي الفروع الزمنية والزيغوماتية والقراصنة والرصد الهامشي وعنق الرحم. اعتمادا على الفرع المعني، يمكن أن تشمل العواقب عدم الكفاءة عن طريق الفم أو الترويل، جفاف القرنية، عرقلة المجال البصري الثانوي لptosis، dysarthria، أو عدم التماثل في الوجه2،3. تشمل المراضة طويلة الأجل ظاهرة التزامن ، أو الحركة غير الطوعية لمجموعة واحدة من عضلات الوجه ، مع محاولة التقلص الطوعي لمجموعة عضلات الوجه المتميزة. التزامن الأوكري والفم هو الأكثر شيوعا من تجديد شاذ ة كتتمة من إصابة العصب الوجه ويسبب ضعف وظيفي، والإحراج، وتناقص احترام الذات، وسوء نوعية الحياة3. الضرر الذي يلحق بالفروع الفردية يملي الوظائف التي يتم اختراقها بشكل انتقائي.

العلاج السريري لإصابة العصب في الوجه ليست موحدة بشكل جيد، وهي في حاجة إلى مزيد من البحوث لتحسين النتائج. المنشطات يمكن أن تخفف من تورم العصب الوجه الحاد, في حين البوتوك مفيد للحركات synkinetic المؤقتة المؤقتة; ولكن، الخيارات الترميمية الأولية في تسليح الممارس تنطوي على التدخل الجراحي من خلال إصلاح الأعصاب، والاستعاضة، أو إحياء3،4،5،6. اعتمادا على نوع من إصابة العصب الوجه التي لحقت بها، قد يستخدم جراح الأعصاب الوجه عدد من الخيارات. لtransection بسيطة, reanastomosis العصب مفيد في حين أن إصلاح الكبل الكسب غير المشروع هو أكثر ملاءمة لعيب في الأعصاب; لاستعادة وظيفة، قد الجراح اختيار إما ثابت أو ديناميكية إجراءات إحياء الوجه. في العديد من حالات إصابة العصب في الوجه والإصلاح اللاحق ، حتى في أيدي جراحي الأعصاب في الوجه ذوي الخبرة ، لا تزال أفضل نتيجة تؤدي إلى عدم تماثل مستمر في الوجه واختراق وظيفي7.

وقد حفزت هذه النتائج دون المستوى الأمثل البحوث واسعة النطاق على تجديد العصب الوجه. وتشمل المواضيع العريضة ذات الأهمية اتقان وابتكار تقنيات إصلاح الأعصاب، وتحديد تأثير عوامل تجديد الأعصاب المختلفة، وتقييم إمكانات مثبطات عصبية محددة للمساعدة في مكافحة النتيجة على المدى الطويل من synkinesis8،9،10،11. في حين يمكن استخدام النماذج المختبرية لتقييم بعض خصائص العوامل المؤيدة للنمو أو المثبطة ، فإن أفضل طريقة لتحقيق البحوث الانتقالية الحقيقية حول هذا الموضوع عبر نماذج الحيوانات القابلة للترجمة.

يمكن أن يكون قرار النموذج الحيواني الذي يجب استخدامه تحديًا ، حيث استخدم الباحثون كل من الحيوانات الكبيرة ، مثل الأغنام والنماذج الحيوانية الصغيرة ، مثل الفئران12،13. في حين أن النماذج الحيوانية الكبيرة تقدم التصور التشريحي المثالي ، فإن استخدامها يتطلب معدات متخصصة وأفرادًا غير متوفرين بسهولة أو بسهولة. وعلاوة على ذلك، فإن تشغيل دراسة لإثبات الأثر يمكن أن يكون باهظ التكلفة ويمكن ألا يدخل في النطاق الممكن للعديد من المراكز العلمية. وهكذا ، يتم استخدام نموذج الحيوان الصغير في معظم الأحيان. يمكن استخدام نموذج الماوس لتقييم عدد من النتائج المتعلقة بجراحة العصب في الوجه. ومع ذلك ، فإن الطول المحدود للعصب يمكن أن يحد من قدرة العالم على نمذجة أنماط معينة ، مثل إصابة الفجوة الكبيرة14.

وهكذا، برز النموذج الأولي للفئران المورين كنموذج حصان العمل الذي يمكن للعالم من خلاله إجراء عمليات جراحية مبتكرة أو الاستفادة من العوامل المثبطة أو المؤيدة للنمو وتقييم التأثير عبر مجموعة واسعة من معلمات النتائج. تشريح العصب الوجه الفئران هو التنبؤ بها وبسهولة اقترب بطريقة قابلة للاستنساخ. مقياسها الأكبر ، بالمقارنة مع نموذج الماوس ، يسمح بنمذجة مجموعة واسعة من العيوب الجراحية ، بدءًا من الاستئصال البسيط إلى 5 فجوات مم15،16. وهذا يسمح كذلك لتطبيق التدخلات المعقدة في موقع العيب، بما في ذلك الموضع الموضعي للعامل، والحقن داخل العصبية من عامل، ووضع isografts أو الجسور17،,18،,19،,20،,21،,22،,23.

طبيعة الطيعة من الفئران، تشريحها موثوق بها، وميلها لتجديد العصب الفعال يسمح لجمع العديد من التدابير النتائج استجابة للأنماط الجراحية المذكورة أعلاه من الإصابة24. عبر نموذج الفئران ، يكون عالم الأعصاب في الوجه قادرًا على تقييم الاستجابات الفيزيولوجية للإصابة والنتائج النسيجية العصبية والعضلية عبر الكيمياء المناعية ، والنتائج الوظيفية عبر تتبع حركة الوسادة الفيبريسالية وتقييم إغلاق العين ، والتغيرات الدقيقة والعيانية عبر المجهر الفلوري أو المكور ، من بين أمور أخرى11،22،23،25،26،27،28،29. وبالتالي ، فإن البروتوكول التالي يحدد نهجًا جراحيًا لعصب وجه الفئران وأنماط الإصابة التي يمكن حثها.

Protocol

وقد تم تنفيذ جميع التدخلات وفقاً للمبادئ التوجيهية للمعاهد الوطنية للصحة. تمت الموافقة على البروتوكول التجريبي من قبل لجنة الرعاية والاستخدام المؤسسية للرعاية والاستخدام الحيوانية في جامعة ميشيغان (IACUC) قبل تنفيذه. واستخدمت فئران الإناث البالغات من العمر عشرة أسابيع في سبراغ – دولي. <p c…

Representative Results

بعد العملية الجراحية الأولية ، هناك نوعان رئيسيان من مقاييس النتائج: القياسات التسلسلية في الحيوان الحي والقياسات التي تتطلب التضحية بالحيوان. ومن أمثلة القياسات التسلسلية الفحوصات الكهروفيزيولوجية، مثل إجراء العضلات المركبة المحتملة قياس30،تقييمات حركة…

Discussion

وقد برز نموذج إصابة العصب الوجه الفئران كنظام الأكثر تنوعا لتقييم العوامل العصبية بسبب إمكانية الوصول الجراحية، ونمط التفريع، وأهمية الفسيولوجية27،29،33،34،35،36. إن الجمع بين عرض ال?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

يتم تمويل S.A.A. من قبل الأكاديمية الأمريكية لجراحة تجميل الوجه والجراحة الترميمية ليزلي برنشتاين برنامج المنح.

Materials

1.8% isoflurane VetOne 13985-030-40
11-0 nylon microsutures AROSuture TK-117038
4-0 monocryl suture VWR 75982-084
Buprenorphine SR ZooPharm MIF 900-006
Carprofen Sigma-Aldrich MFCD00079028
Chlorhexidine VWR IC19135805
Jeweler forceps VWR 21909-458
Micro Weitlaner retractor VWR 82030-146
Micro-scissors VWR 100492-348
Mini tenotomy scissors VWR 89023-522
Number 15 scalpel blade VWR 102097-834
Operating microscope Leica
Petrolatum eye gel Pharmaderm B002LUWBEK
Sterile water VWR 89125-834
Tissue adhesive Vetbond, 3M NC9259532
Water conductor pad Aqua Relief System ARS2000B

Riferimenti

  1. Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
  2. Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
  3. Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
  4. Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
  5. Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
  6. Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
  7. Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
  8. Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
  9. Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
  10. Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
  11. Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
  12. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  13. Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
  14. Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382 (2015).
  15. Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
  16. Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
  17. Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
  18. Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
  19. Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
  20. Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
  21. Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
  22. Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
  23. Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
  24. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  25. Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
  26. Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
  27. Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
  28. Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
  29. Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
  30. Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181 (2014).
  31. Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
  32. Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
  33. Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
  34. Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors’ expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
  35. Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
  36. Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
  37. Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
  38. Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
  39. Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
  40. Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
  41. Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
  42. Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
  43. Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
  44. Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
  45. Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
  46. Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
  47. Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
  48. Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
  49. Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
  50. Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
  51. Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).
check_url/it/59224?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Ali, S. A., Stebbins, A. W., Hanks, J. E., Kupfer, R. A., Hogikyan, N. D., Feldman, E. L., Brenner, M. J. Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration. J. Vis. Exp. (159), e59224, doi:10.3791/59224 (2020).

View Video