Summary

Bewertung der Speicherstabilität von extrakellulären Bläschen

Published: May 22, 2019
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Summary

Hier legen wir ein leicht anwendbares Protokoll vor, um die Speicherstabilität von extrazellulären Bläschen zu beurteilen, einer Gruppe natürlich vorkommender Nanopartikel, die von Zellen produziert werden. Die Vesikel werden als Modellenzym mit Glucuronidase beladen und unter unterschiedlichen Bedingungen gelagert. Nach der Lagerung werden ihre physikalisch-chemischen Parameter und die Aktivität des verkapselten Enzyms ausgewertet.

Abstract

Extrakelluläre Bläschen (EVs) sind vielversprechende Ziele in der aktuellen Forschung, die als Medikamente, Drogenträger und Biomarker eingesetzt werden sollen. Für ihre klinische Entwicklung ist nicht nur ihre pharmazeutische Aktivität wichtig, sondern auch ihre Produktion muss bewertet werden. In diesem Zusammenhang konzentriert sich die Forschung auf die Isolierung von Elektrofahrzeugen, ihre Charakterisierung und ihre Lagerung. Das vorliegende Manuskript zielt darauf ab, ein oberflächliches Verfahren zur Beurteilung der Auswirkungen unterschiedlicher Lagerbedingungen auf Elektrofahrzeuge zu ermöglichen, ohne genetische Manipulation oder spezifische funktionale Untersuchungen. So kann man sich schnell einen ersten Eindruck von der Stabilität von Elektrofahrzeugen unter einem bestimmten Speicherzustand verschaffen und aus verschiedenen Zellquellen abgeleitete Varianten leicht vergleichen. Die Stabilitätsmessung basiert auf den physikalisch-chemischen Parametern der EVs (Größe, Partikelkonzentration und Morphologie) und der Erhaltung der Ladungsaktivität. Letzteres wird durch die Saponin-vermittelte Verkapselung des Enzyms Beta-Glucuronidase in die EVs bewertet. Glucuronidase fungiert als Leihmutter und ermöglicht eine einfache Quantifizierung über die Spaltung eines fluoreszierenden Reportermoleküls. Das vorliegende Protokoll könnte ein Instrument für Forscher bei der Suche nach Speicherbedingungen sein, die die EV-Eigenschaften optimal behalten, um die EV-Forschung in Richtung klinischer Anwendung voranzutreiben.

Introduction

Es handelt sich dabei um membrangebundene Nanopartikel, die von fast allen Zelltypen hergestellt werden. Für Säugetierzellen können Elektroautos in zwei Hauptgruppen mit unterschiedlichen Produktionswegen 1,2 unterteilt werden. Membranbläschen mit einer Größe von ca. 100-1000 nm werden durch direktes Kleben aus der Zellmembran hergestellt. Exosome, die 30-200 nm groß sind, werden von multivesiculären Körpern abgeleitet, die durch innere Einkeimende in Endosomen gebildet werden, die sich anschließend mit der Zellmembran verschmelzen, um mehrere Exosomen auf einmal freizugeben. Die Hauptfunktion dieser Bläschen ist der Transport von Informationen zwischen denZellen 3. Dazu werden Ladungen wie RNA, DNA und Proteine aktiv in sie einsortiert. EVs können eine Vielzahl von Auswirkungen auf ihre Ziele vermitteln, mit Auswirkungen auf Gesundheit und Krankheitszustand. Auf der einen Seite vermitteln sie positive Effekte wie Geweberegeneration, Antigen-Präsentation oder Antibiotika-Effekte, die sie zu günstigen Zielen für ihre Entwicklung als Therapeutika4,5machen. Auf der anderen Seite können Elektrofahrzeuge die Tumorvasskularisierung 6fördern, bei Stressreaktionen 7 zu Nebenwirkung von Gegensenzeneffektenführenund bei Autoimmunerkrankungen 8 und Entzündungskrankheiten 9 eine Rolle spielen. Sie könnten daher eine Schlüsselkomponente für ein besseres Verständnis vieler pathologischer Effekte sein. Das Vorhandensein von veränderten Elektroautos bei vielfältigen Erkrankungen, wie Krebs10, 11,12undHerz-Kreislauf-Erkrankungen 13,und ihre einfache Zugänglichkeit in Blut und Urin macht sie ideal Biomarker. Schließlich machen ihre gute Bioverträglichkeit 14 und ihre ihm innewohnende Targeting-FähigkeitEVs auch für die Medikamentenzufuhr 15 interessant. In diesem Manuskript beschreiben wir ein Protokoll zur Bewertung der Speicherstabilität von Elektrofahrzeugen, die von Säugetierzellen abgeleitet werden, eine wichtige Eigenschaft, die noch wenig erforscht ist.

Für die klinische Entwicklung von Elektrofahrzeugen gibt es noch viele Hindernisse für die Übermontage 16, einschließlich der Bewertung ihrer therapeutischen Wirkungen, Produktion, Reinigung und Lagerung17. Während-80 ° C weithin als Goldstandardfürdie EV-Lagerung 18 angesehen wird, sind die benötigten Gefrierschränke teuer, und die Aufrechterhaltung der benötigten Kühlkette von der Produktion bis zum Patienten kann eine Herausforderung sein. Darüber hinaus deuten einige Berichte darauf hin, dass die Lagerung bei-80 ° C den Elektro-und Restbetrag noch nicht optimal bewahrt und einen Verlust an EV-Funktionalität19,20verursacht. Andere Methoden, wie das Gefriertrocknen 21,22 oder die Spritztrocknung 23, wurden als mögliche Alternativen zur Tiefkühllagerung von Elektrofahrzeugen vorgeschlagen.

Die optimale Möglichkeit, die Speicherstabilität zu beurteilen, wäre, die EVs in funktionellen Assays zu testen oder durch die Auswertung eines bestimmten Markers, zum Beispiel ihrer antibakteriellenAktivität 19. Dies ist möglich, wenn die gewünschte Wirkung der Bläschen bekannt ist und eine bestimmte Gruppe von Elektrofahrzeugen untersucht werden soll. Wenn Elektro-und Zellquellen verglichen werden sollen (z.B. für die Medikamentenverkapselung) oder wenn es keine funktionelle Auslesung gibt, ist es nicht mehr möglich, Veränderungen aufgrund der Lagerung direkt zu beurteilen.

Auf der anderen Seite prognostiziert die einfache Bewertung von Veränderungen ihrer physikalisch-chemischen Parameter, wie Größe, Partikelwiederherstellung und Proteinkonzentration, nicht immer Veränderungen in der EV-Aktivität, wie in einem kürzlichveröffentlichten Patent 20 gezeigt wurde.

Hier stellen wir ein leicht anwendbares Protokoll zur Messung der Lagerstabilität von Elektrofahrzeugen zur Verfügung, indem wir ihre physikalisch-chemischen Parameter in Kombination mit der Aktivität eines verkapselten Beta-Glucuronidase-Enzyms als Ersatz für die Ladung der Elektrofahrzeuge bewerten. Die Belastung des Enzyms erfolgt durch Saponin-Inkubation, eine milde Methode,die mit EVs aus verschiedenen Quellen 21,24,25hergestelltwird. Saponin bildet in der EV-Membran vergängliche Poren, die die Enzymaufnahme in die Bläschen ermöglichen. Da Enzyme dazu neigen, ihre Aktivität zu verlieren, wenn sie ungünstigen Lagerbedingungen ausgesetzt sind, sind sie ein idealer Ersatz für die Bewertung der Erhaltung der Funktionsgüter der Elektrofahrzeuge.

Wir haben gezeigt, dass die Anwendung dieses Protokolls auf alle, die von menschlichen mesenchymalen Stammzellen (MSCs), menschlichen Nabelvein-Endothelzellen (HUVECs) und menschlichen Adenokarzinomen alveolare Epithelzellen (A549) abgeleitet werden, tatsächlich zu großen Unterschieden in der Speicherstabilität zwischen verschiedenen Zelllinien, die bei der Auswahl der EV-Quelle 21 berücksichtigt werden sollte.

Protocol

1. Zellkultur und die Produktion von zellkonditionierten Medium In der Regel werden Zellen unter den für die jeweilige Zelllinie erforderlichen individuellen Bedingungen kultiviert. Die Zellen 24-72 h in serumfreien Bedingungen oder in Medium mit EV-abgereichertem fetalen Rinderserum (FBS) für 24-72 h kultivieren.Hinweis: Wenn EV-erschöpfte FBS verwendet wird, verwenden Sie eine Methode, die nachweislich das Serum effizient erschöpft, um eine Kontamination mit Rinder-Serum-abgeleiteten EVs 26 …

Representative Results

Abbildung 1 zeigt die Speichereigenschaften von von HUVECs isolierten Elektrofahrzeugen. Die EVs wurden von UC isoliert, die Glucuronidase gekapselt, und nach SEC wurden die gereinigten Elektrofahrzeuge von NTA auf ihre physikalisch-chemischen Eigenschaften hin bewertet. Eine Probe der Bläschen wurde anschließend einer AF4-Reinigung unterzogen und die Glucuronidase-Aktivität gemessen. Die Bläschen wurden dann für 7 d bei 4 ° C oder-80 ° C und bei 4 ° C in lyophilisiert…

Discussion

In diesem Manuskript stellen wir ein umfassendes Protokoll vor, um die Stabilität von Elektrofahrzeugen unter verschiedenen Lagerbedingungen zu untersuchen. Mit der Kombination aus verkapselter Glucuronidase als funktioneller Auslesung und der Auswertung der physikalisch-chemischen Parameter der EVs ermöglicht das Protokoll eine einfache Speicherstabilitätsbewertung von Elektroautos und den Vergleich von Elektrofahrzeugen aus verschiedenen Zellen text. SEM und TEM als komplementäre Methoden ermöglichen einen Einblic…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Das NanoMatFutur Junior Research Programm des Bundesministeriums für Bildung und Forschung (Fördernummer 13XP5029A) unterstützte diese Arbeit. Maximilian Richter wurde von der Studienstiftung des Deutschen Volkes durch ein Promotionsstipendium unterstützt.

Materials

1,2 dimyristoyl-sn glycero-3-phospho-choline (DMPC) Sigma-Aldrich P2663-25MG
1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phospho-choline (DPPC) Sigma-Aldrich P4329-25MG
225 cm² cell culture flasks Corning 431082 Used with 25 ml of medium
30 kDa regenerated cellulose membrane Wyatt Technology Europe 1854
350 µm spacer Wyatt Technology Europe
Automated fraction collector Thermo Fisher Scientific
Beta-glucuronidase Sigma-Aldrich G7646-100KU
Chloroform Fisher scientific C/4966/17
Column oven Hitachi High-Technologies Europe
D-(+)-Trehalose dihydrate Sigma-Aldrich T9531-10G
DAWN HELEOS II, Multi-angle light scattering detector  Wyatt Technology Europe
Durapore Membrane filter, PVDF,  0,1 µm, 47 mm Merck VVLP04700 Used for the preparation of buffers for AF4
EBM-2 Lonza Verviers, S.p.r. CC-3156 Endothelial Cell Growth basal medium, used for the serum free culture of HUVEC cells
Eclipse dualtec Wyatt Technology Europe
EGM-2 Lonza Verviers, S.p.r. CC-3162 Endothelial Cell Growth medium, used for the normal culture of HUVEC cells
ELISA Plate Sealers R&D Systems DY992 used for sealing of 96-well plates for the glucuronidase assay
Ethanol Fisher scientific E/0665DF/17
Extruder Set With Holder/Heating Block Avanti Polar Lipids 610000-1EA
Filter support Avanti Polar Lipids 610014-1EA used for liposome preparation
Fluorescein di-β-D-glucoronide Thermo Fisher Scientific F2915
Gibco PBS-tablets+CA10:F36 Thermo Fisher Scientific 18912014
Hettich Universal 320 R Andreas Hettich GmbH & Co.KG Used for pelleting cells at 300 g
Hettich Rotina 420 R Andreas Hettich GmbH & Co.KG Used for pelleting larger debris at 3000 g
HUVEC cells Lonza Verviers, S.p.r. C2517A
Kimble  FlexColumn 1X30CM Kimble 420401-1030
Lyophilizer ALPHA 2-4 LSC Christ
Microcentrifuge Tubes, Polypropylene VWR international 525-0255 the tubes used for all EV-handling, found to be more favorable than comparable products from other suppliers regarding particle recovery
Nanosight LM14 equipped with a green laser Malvern Pananalytical
Nanosight-software version 3.1 Malvern Pananalytical
Nucleopore 200 nm track-etch polycarbonate membranes Whatman/GE Healthcare 110406 used for liposome preparation
PEEK Inline filter holder Wyatt Technology Europe
Phosphotungstic acid hydrate Sigma-Aldrich 79690-25G
Polycarbonate bottles for ultracentrifugation Beckman Coulter 355622
QuantiPro BCA Assay Kit Sigma-Aldrich QPBCA-1KT
Saponin Sigma-Aldrich 47036
Scanning electron microscopy Zeiss EVO HD 15 Carl Zeiss AG
Sepharose Cl-2b GE Healthcare 17014001
SEM copper grids with carbon film Plano S160-4
Small AF4 channel Wyatt Technology Europe
Sputter-coater Q150R ES Quorum Technologies
Transmission electron microscopy JEOL JEM 2011 Oxford Instruments
Type 45 Ti ultracentrifugation rotor Beckman Coulter 339160
Ultimate 3000 Dionex autosampler Thermo Fisher Scientific
Ultimate 3000 Dionex isocratic pump Thermo Fisher Scientific
Ultimate 3000 Dionex online vacuum degasser Thermo Fisher Scientific
Ultracentrifuge OptimaTM L-90 K Beckman Coulter
UV detector Thermo Fisher Scientific
Whatman 0.2 µm pore size mixed cellulose filter Whatman/GE Healthcare 10401712 Used for the filtration of all buffers used with the EVs and in SEC

Riferimenti

  1. Stremersch, S., De Smedt, S. C., Raemdonck, K. Therapeutic and diagnostic applications of extracellular vesicles. Journal of Controlled Release. 244, 167-183 (2016).
  2. Fuhrmann, G., Herrmann, I. K., Stevens, M. M. Cell-derived vesicles for drug therapy and diagnostics: Opportunities and challenges. Nano Today. 10 (3), 397-409 (2015).
  3. Goes, A., Fuhrmann, G. Biogenic and Biomimetic Carriers as Versatile Transporters To Treat Infections. ACS Infectious Diseases. 4 (6), 881-892 (2018).
  4. György, B., Hung, M. E., Breakefield, X. O., Leonard, J. N. Therapeutic Applications of Extracellular Vesicles: Clinical Promise and Open Questions. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 55, 439-464 (2015).
  5. Schulz, E., et al. Biocompatible bacteria-derived vesicles show inherent antimicrobial activity. Journal of Controlled Release. 290, 46-55 (2018).
  6. Feng, Q., et al. A class of extracellular vesicles from breast cancer cells activates VEGF receptors and tumour angiogenesis. Nature Communications. 8, 14450 (2017).
  7. Bewicke-Copley, F., et al. Extracellular vesicles released following heat stress induce bystander effect in unstressed populations. Journal of Extracellular Vesicles. 6, 1340746 (2017).
  8. Xu, Y., et al. Macrophages transfer antigens to dendritic cells by releasing exosomes containing dead-cell-associated antigens partially through a ceramide-dependent pathway to enhance CD4(+) T-cell responses. Immunology. 149 (2), 157-171 (2016).
  9. Buzas, E. I., György, B., Nagy, G., Falus, A., Gay, S. Emerging role of extracellular vesicles in inflammatory diseases. Nature Reviews Rheumatology. 10, 356 (2014).
  10. Rajappa, P., et al. Malignant Astrocytic Tumor Progression Potentiated by JAK-mediated Recruitment of Myeloid Cells. Clinical Cancer Research: An Official Journal of the American Association for Cancer Research. 23 (12), 3109-3119 (2017).
  11. Umezu, T., et al. Exosomal miR-135b shed from hypoxic multiple myeloma cells enhances angiogenesis by targeting factor-inhibiting HIF-1. Blood. 124 (25), 3748-3757 (2014).
  12. Costa-Silva, B., et al. Pancreatic cancer exosomes initiate pre-metastatic niche formation in the liver. Nature Cell Biology. 17 (6), 816-826 (2015).
  13. Boulanger, C. M., Loyer, X., Rautou, P. -. E., Amabile, N. Extracellular vesicles in coronary artery disease. Nature Reviews Cardiology. 14, 259 (2017).
  14. Zhu, X., et al. Comprehensive toxicity and immunogenicity studies reveal minimal effects in mice following sustained dosing of extracellular vesicles derived from HEK293T cells. Journal of Extracellular Vesicles. 6 (1), 1324730 (2017).
  15. Vader, P., Mol, E. A., Pasterkamp, G., Schiffelers, R. M. Extracellular vesicles for drug delivery. Advanced Drug Delivery Reviews. 106, 148-156 (2016).
  16. Ingato, D., Lee, J. U., Sim, S. J., Kwon, Y. J. Good things come in small packages: Overcoming challenges to harness extracellular vesicles for therapeutic delivery. Journal of Controlled Release. 241, 174-185 (2016).
  17. Gimona, M., Pachler, K., Laner-Plamberger, S., Schallmoser, K., Rohde, E. Manufacturing of Human Extracellular Vesicle-Based Therapeutics for Clinical Use. International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), 1190 (2017).
  18. Jeyaram, A., Jay, S. M. Preservation and Storage Stability of Extracellular Vesicles for Therapeutic Applications. The AAPS Journal. 20 (1), 1 (2017).
  19. Lőrincz, &. #. 1. 9. 3. ;. M., et al. Effect of storage on physical and functional properties of extracellular vesicles derived from neutrophilic granulocytes. Journal of Extracellular Vesicles. 3, 25465 (2014).
  20. Kreke, M., Smith, R., Hanscome, P., Peck, K., Ibrahim, A. Processes for producing stable exosome formulations. US patent. , (2016).
  21. Frank, J., et al. Extracellular vesicles protect glucuronidase model enzymes during freeze-drying. Scientific Reports. 8 (1), 12377 (2018).
  22. Charoenviriyakul, C., Takahashi, Y., Nishikawa, M., Takakura, Y. Preservation of exosomes at room temperature using lyophilization. International Journal of Pharmaceutics. 553 (1), 1-7 (2018).
  23. Kusuma, G. D., et al. To Protect and to Preserve: Novel Preservation Strategies for Extracellular Vesicles. Frontiers in Pharmacology. 9 (1199), (2018).
  24. Haney, M. J., et al. Exosomes as drug delivery vehicles for Parkinson’s disease therapy. Journal of Controlled Release. 207, 18-30 (2015).
  25. Fuhrmann, G., Serio, A., Mazo, M., Nair, R., Stevens, M. M. Active loading into extracellular vesicles significantly improves the cellular uptake and photodynamic effect of porphyrins. Journal of Controlled Release. 205, 35-44 (2015).
  26. Théry, C., et al. Minimal information for studies of extracellular vesicles 2018 (MISEV2018): a position statement of the International Society for Extracellular Vesicles and update of the MISEV2014 guidelines. Journal of Extracellular Vesicles. 7 (1), 1535750 (2018).
  27. Gardiner, C., Ferreira, Y. J., Dragovic, R. A., Redman, C. W. G., Sargent, I. L. Extracellular vesicle sizing and enumeration by nanoparticle tracking analysis. Journal of Extracellular Vesicles. 2 (1), 19671 (2013).
  28. Vestad, B., et al. Size and concentration analyses of extracellular vesicles by nanoparticle tracking analysis: a variation study. Journal of Extracellular Vesicles. 6 (1), 1344087 (2017).
  29. Bosch, S., et al. Trehalose prevents aggregation of exosomes and cryodamage. Scientific Reports. 6, 36162 (2016).
  30. Bhattacharjee, S. DLS and zeta potential – What they are and what they are not. Journal of Controlled Release. 235, 337-351 (2016).
  31. Van Deun, J., et al. The impact of disparate isolation methods for extracellular vesicles on downstream RNA profiling. Journal of Extracellular Vesicles. 3 (1), 24858 (2014).
  32. Taylor, D. D., Shah, S. Methods of isolating extracellular vesicles impact down-stream analyses of their cargoes. Methods. 87, 3-10 (2015).
  33. Patel, D. B., et al. Impact of cell culture parameters on production and vascularization bioactivity of mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles. Bioengineering & Translational Medicine. 2 (2), 170-179 (2017).
  34. Gardiner, C., et al. Techniques used for the isolation and characterization of extracellular vesicles: results of a worldwide survey. Journal of Extracellular Vesicles. 5 (1), 32945 (2016).
  35. Zhang, H., et al. Identification of distinct nanoparticles and subsets of extracellular vesicles by asymmetric flow field-flow fractionation. Nature Cell Biology. 20 (3), 332-343 (2018).
  36. Linares, R., Tan, S., Gounou, C., Arraud, N., Brisson, A. R. High-speed centrifugation induces aggregation of extracellular vesicles. Journal of Extracellular Vesicles. 4 (1), 29509 (2015).
  37. Lobb, R. J., et al. Optimized exosome isolation protocol for cell culture supernatant and human plasma. Journal of Extracellular Vesicles. 4, 27031 (2015).
check_url/it/59584?article_type=t

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Citazione di questo articolo
Richter, M., Fuhrmann, K., Fuhrmann, G. Evaluation of the Storage Stability of Extracellular Vesicles. J. Vis. Exp. (147), e59584, doi:10.3791/59584 (2019).

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