Summary

インビトロおよび創傷治癒の生体内分析のためのスクラッチ移行アッセイとドーサルスキンフォールドチャンバー

Published: September 26, 2019
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Summary

ここでは、一次線維芽細胞を用いてインビトロスクラッチアッセイを行い、マウスにおける生体内皮膚創傷治癒アッセイに関するプロトコルを提示する。両方のアッセイは、インビトロおよびインビボ創傷治癒を評価するための簡単な方法です。

Abstract

生体創傷治癒障害は、糖尿病患者や高齢者にとって大きな関心事であり、効果的な治療が必要である。適切なインビトロおよびインビボアプローチは、皮膚創傷治癒プロセスを改善するために薬物治療のための新しい標的分子の同定に不可欠である。電圧ゲートカルシウムチャネル(Cavβ3)のβ3サブユニットを、2つの独立したアッセイにおいて創傷治癒に影響を与える潜在的な標的分子として同定した、 すなわち、インビトロスクラッチ移行アッセイおよびインビボ背面皮膚折室内モデル。野生型(WT)およびCavβ3欠損マウス(Cavβ3 KO)または線維芽細胞から急性単離された一次マウス胚性線維芽細胞(MEF)またはsiRNAで処理したWTマウスから急性単離した線維芽細胞は、Cacnb3遺伝子の発現をダウンカトリートする、Cavβ3を符号化し、使用した。コンフルエント細胞単層にスクラッチを適用し、ギャップ閉鎖に続いて、移行細胞によるギャップの完全な再集積まで、定義された時点で顕微鏡画像を撮影した。これらの画像を分析し,各条件について細胞移動速度を決定した.インビボアッセイでは、WTおよびCavβ3 KOマウスに背中の皮膚折室内を移植し、直径2mmの定義された円形創傷を適用し、ガラスカバースリップで創傷を覆い、感染症や乾燥から保護し、マクロスコピック創傷閉鎖を監視した。時間が経つにつれて。創傷閉鎖はCacnb3-遺伝子欠損マウスにおいて有意に速かった。インビボとインビトロアッセイの結果は相関性がよくあるため、インビトロアッセイは、インビボ創傷治癒モデルによるインビトロヒットを検証する前のハイスループットスクリーニングに有用でありよい。野生型およびCavβ3欠損マウスまたは細胞についてここで示したものは、Cavβ3以外の特定の分子にも適用可能である可能性があります。

Introduction

皮膚創傷治癒は、皮膚の完全性を回復し、感染から生物を保護するために、皮膚損傷の直後に始まる。創傷治癒プロセスは、4つの重なり合う段階を経る;凝固、炎症、新しい組織形成、および組織リモデリング1.細胞の移行は、これらの段階で非常に重要です。炎症細胞は、免疫細胞、ケラチノサイト、内皮細胞、および線維芽細胞が異なる時点で活性化され、創傷領域2に侵入する。インビトロおよびインビボで創傷治癒を調査する方法は、根本的なメカニズムを理解するだけでなく、新薬をテストし、皮膚創傷治癒を改善し、加速することを目的とした新しい戦略を開発することに大きな関心を持っています。

セルの移行を監視および分析するには、スクラッチマイグレーションアッセイを使用できます。多くの場合、インビトロ創傷治癒アッセイと呼ばれます。この方法では、細胞培養施設3が必要です。それは簡単なプロシージャであり、ハイエンドの装置の必要性がなく、アッセイはほとんどの細胞生物学の実験室で行うことができる。このアッセイでは、細胞不自由領域は、コンフルエント細胞単層の機械的破壊によって作成され、好ましくは上皮または内皮様細胞または線維芽細胞である。スクラッチの端にあるセルは、作成されたギャップを再設定するために移行します。時間の経過に合った細胞のない領域の定量化は、移動速度に似ており、細胞がギャップを閉じる必要がある時間を示します。この目的のために、研究者は、WTマウスから急性単離された細胞または目的の遺伝子4を欠いているマウス、または信頼性の高い細胞リポジトリから入手可能な不死化細胞のいずれかを使用することができる。スクラッチアッセイは、薬理学的に活性な化合物の影響または細胞移動に対するトランスフェクトされたcDNまたはsiRNAの影響を研究することを可能にする。

生体内では、創傷治癒は複雑な生理学的プロセスであり、皮膚の身体的完全性を可能な限り早く回復させるために、ケラチノサイト、炎症細胞、線維芽細胞、免疫細胞および内皮細胞を含む異なる細胞タイプを必要とする1.生体内創傷治癒における研究の異なる方法は、過去5、6、7、8で開発され、使用されている。この記事に記載されている背中の皮膚折室は、以前に創傷治癒アッセイ9に使用された。マウスに対する修飾後部皮膚折室内製剤として使用される。変更されたスキンフォールドチャンバーモデルにはいくつかの利点がある。1)皮膚収縮を最小限に抑え、創傷治癒過程を観察するのを妨げ、マウスの創傷修復に影響を与える可能性がある。2)この部屋は、ガラスカバースリップで創傷をカバーし、組織感染や乾燥を減らし、治癒プロセスを遅らせる可能性があります。3)血流および血管を直接監視することができる。4)創傷を治療し、治癒を加速するために薬理学的に活性な化合物および試薬の反復的な局所適用を可能にする9、10。

高電圧ゲートカルシウムチャネル(Cavβ3)のβ3サブユニットを、2つの独立したプロトコルを用いて皮膚創傷治癒に影響を与える潜在的な標的分子として同定した。インビトロアッセイでは、一次線維芽細胞を用いて、これらの細胞はCavβ3タンパク質をコードするCacnb3遺伝子を発現するが、脱分極誘発Ca2+流入または電圧依存性Ca2+電流を欠いている。これらの線維芽細胞におけるCavβ3の新規機能を説明した:Cavβ3はイノシトール1,4,5-トリスリン酸受容体(IP3R)に結合し、小平血小石体からのカルシウム放出を制約する。マウスにおけるCacnb3遺伝子の欠失は、IP3に対するIP3Rの感受性の増加、細胞移動の増強および皮膚創傷修復の増加につながる4.

Protocol

すべての実験手順は、ザールランドとザールランド大学の倫理規則と動物福祉委員会に従って承認され、実行されました. 1 一次細胞培養とsiRNAトランスフェクション 注:記載の方法では、一次線維芽細胞が使用される。これらの細胞は、創傷治癒および組織リモデリング11において重要な役割を果たす。この実験では、Cacnb3遺伝…

Representative Results

スクラッチアッセイは、野生型およびβ3欠損MEFのコンフルエント細胞単層に対して行った(図1c)。200 μLピペット先端を使用して「スクラッチ」を実行した後、両方のジェノタイプの細胞がスクラッチ領域に移行し、ギャップを閉じます。画像は6、10、30h(図1a)以降に撮影した。細胞の移行はパーセンテージ(%)スクラッチを実…

Discussion

この原稿では、インビトロおよびインビボ創傷治癒アッセイについて説明し、得られた結果を相関させる。インビトロアッセイでは、創傷治癒および組織リモデリング11において重要な役割を果たす一次マウス線維芽細胞4、14、15を用いた。単層として増殖する他の付着細胞型(例えば、上皮細胞、内皮細?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我々は、ホムブルクのザールラント大学医学部の臨床実験外科研究所の医学部と動物施設のSPF動物施設(SFB 894のプロジェクトP2)のペトラ・ワイスガーバー博士とトランスジーン・ユニットに感謝します。私たちは、原稿の批判的な読み取りのためにアンドレアス・ベック博士に感謝します。この研究は、ドイツのフォルシュンゲミンシャフト(DFG)ソンダーフォルスチュンスベライヒ(SFB)894、A3からA.B.およびV.F.によって資金提供されました。

Materials

0.9 % NaCl
1 ml syringes BD Plastipak 303172
6 well plate Corning 3516
Biopsy punch Kai Industries 48201 2 mm
Cacnb3 Mouse siRNA Oligo Duplex (Locus ID 12297) Origene SR415626
Depilation cream any depilation cream
Dexpanthenol 5% (BEPANTHEN) Bayer 3400935940179.00 (BEPANTHEN)
Dihydroxylidinothiazine hydrochloride (Xylazine) Bayer Health Care Rompun 2%
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) Gibco by life technologies 41966-029
Fetal bovine serum Gibco by life technologies 10270-106
Hexagon full nut
Ketamine hydrochloride Zoetis KETASET
Light microscope Keyence, Osaka, Japan BZ-8000 Similar microscopes might be used
Lipofectamine RNAiMAX Transfection Reagent Thermo Fisher Scientific 13778075
Micro-forceps
Micro-Scissors
Mouse restrainer Home-made
Normal scissors
Objective Nikon plan apo 10x/0.45
Opti-MEM Gibco by life technologies 51985-026
Polypropylene sutures
Screwdriver
Skin disinfectant (octeniderm) Schülke & Mayr GmbH 118212
Slotted cheese head screw
Snap ring
Snap ring plier
Surgical microscope with camera Leica Leica M651
Titanium frames for the skinfold chamber IROLA 160001 Halteblech M
Wire piler

References

  1. Gurtner, G. C., Werner, S., Barrandon, Y., Longaker, M. T. Wound repair and regeneration. Nature. 453, 314-321 (2008).
  2. Martin, P. Wound healing–aiming for perfect skin regeneration. Science. 276, 75-81 (1997).
  3. Gabbiani, G., Gabbiani, F., Heimark, R. L., Schwartz, S. M. Organization of actin cytoskeleton during early endothelial regeneration in vitro. Journal of Cell Science. 66, 39-50 (1984).
  4. Belkacemi, A., et al. IP3 Receptor-Dependent Cytoplasmic Ca(2+) Signals Are Tightly Controlled by Cavbeta3. Cell Reports. 22, 1339-1349 (2018).
  5. Breuing, K., Eriksson, E., Liu, P., Miller, D. R. Healing of partial thickness porcine skin wounds in a liquid environment. Journal of Surgical Research. 52, 50-58 (1992).
  6. Colwell, A. S., Krummel, T. M., Kong, W., Longaker, M. T., Lorenz, H. P. Skin wounds in the MRL/MPJ mouse heal with scar. Wound Repair and Regeneration. 14, 81-90 (2006).
  7. Vagesjo, E., et al. Accelerated wound healing in mice by on-site production and delivery of CXCL12 by transformed lactic acid bacteria. Proceedings National Academy of Science. 115, 1895-1900 (2018).
  8. Eming, S. A., et al. Accelerated wound closure in mice deficient for interleukin-10. American Journal of Pathology. 170, 188-202 (2007).
  9. Sorg, H., Krueger, C., Vollmar, B. Intravital insights in skin wound healing using the mouse dorsal skin fold chamber. Journal of Anatomy. 211, 810-818 (2007).
  10. Laschke, M. W., Vollmar, B., Menger, M. D. The dorsal skinfold chamber: window into the dynamic interaction of biomaterials with their surrounding host tissue. European Cell and Materials. 22, 147-164 (2011).
  11. Trepat, X., Chen, Z., Jacobson, K. Cell migration. Comprehensive Physiology. 2, 2369-2392 (2012).
  12. Hofmann, F., Belkacemi, A., Flockerzi, V. Emerging Alternative Functions for the Auxiliary Subunits of the Voltage-Gated Calcium Channels. Current Molecular Pharmacology. 8, 162-168 (2015).
  13. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9, 676-682 (2012).
  14. Chen, L., et al. Protein 4.1G Regulates Cell Adhesion, Spreading, and Migration of Mouse Embryonic Fibroblasts through the beta1 Integrin Pathway. Journal of Biological Chemistry. 291, 2170-2180 (2016).
  15. Dewor, M., et al. Macrophage migration inhibitory factor (MIF) promotes fibroblast migration in scratch-wounded monolayers in vitro. FEBS Letters. 581, 4734-4742 (2007).
  16. Handly, L. N., Wollman, R. Wound-induced Ca(2+) wave propagates through a simple release and diffusion mechanism. Molecular Biology of the Cell. 28, 1457-1466 (2017).
  17. Cappiello, F., Casciaro, B., Mangoni, M. L. A Novel In Vitro Wound Healing Assay to Evaluate Cell Migration. Journal of Visualized Experiments. (133), 56825 (2018).
  18. Hernandez Vera, R., Schwan, E., Fatsis-Kavalopoulos, N., Kreuger, J. A Modular and Affordable Time-Lapse Imaging and Incubation System Based on 3D-Printed Parts, a Smartphone, and Off-The-Shelf Electronics. PLoS One. 11, 0167583 (2016).
  19. Reinhart-King, C. A. Endothelial cell adhesion and migration. Methods in Enzymology. 443, 45-64 (2008).
  20. Treloar, K. K., Simpson, M. J. Sensitivity of edge detection methods for quantifying cell migration assays. PLoS One. 8, 67389 (2013).
  21. Pirkmajer, S., Chibalin, A. V. Serum starvation: caveat emptor. American Journal of Physiology-Cell Physioliology. 301, 272-279 (2011).
  22. Papenfuss, H. D., Gross, J. F., Intaglietta, M., Treese, F. A. A transparent access chamber for the rat dorsal skin fold. Microvascular Research. 18, 311-318 (1979).
  23. Deoliveira, D., et al. An ear punch model for studying the effect of radiation on wound healing. International Journal of Radiation Biology. 87, 869-877 (2011).
  24. Chen, L., Mirza, R., Kwon, Y., DiPietro, L. A., Koh, T. J. The murine excisional wound model: Contraction revisited. Wound Repair and Regeneration. 23, 874-877 (2015).
  25. Dunn, L., et al. Murine model of wound healing. Journal of Visualized Experiment. (75), e50265 (2013).
  26. Wahedi, H. M., Park, Y. U., Moon, E. Y., Kim, S. Y. Juglone ameliorates skin wound healing by promoting skin cell migration through Rac1/Cdc42/PAK pathway. Wound Repair and Regeneration. 24, 786-794 (2016).
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Cite This Article
Belkacemi, A., Laschke, M. W., Menger, M. D., Flockerzi, V. Scratch Migration Assay and Dorsal Skinfold Chamber for In Vitro and In Vivo Analysis of Wound Healing. J. Vis. Exp. (151), e59608, doi:10.3791/59608 (2019).

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