Summary

Una caja de herramientas basada en RMN para la planificación neuroquirúrgica en primates no humanos

Published: July 17, 2020
doi:

Summary

El método descrito a continuación tiene como objetivo proporcionar un protocolo completo para la preparación de neurocirugía de primates no humanos (NHP) utilizando una novedosa combinación de métodos de impresión tridimensionales (3D) y extracción de datos por resonancia magnética.

Abstract

En este documento, delineamos un método para la preparación quirúrgica que permite la planificación práctica de una variedad de neurocirugías en los PNA utilizando únicamente datos extraídos de imágenes por resonancia magnética (RM). Este protocolo permite la generación de modelos físicos anatómicamente precisos impresos en 3D del cerebro y el cráneo, así como un modelo de gel de agarosa del cerebro modelando algunas de las propiedades mecánicas del cerebro. Estos modelos se pueden extraer de la RMN utilizando software de extracción cerebral para el modelo del cerebro, y código personalizado para el modelo del cráneo. El protocolo de preparación aprovecha la tecnología de impresión 3D de última generación para hacer que los cerebros, cráneos y moldes que interconectan para modelos de cerebro de gel. Los modelos de cráneo y cerebro se pueden utilizar para visualizar el tejido cerebral dentro del cráneo con la adición de una craneotomía en el código personalizado, lo que permite una mejor preparación para las cirugías que involucran directamente el cerebro. Las aplicaciones de estos métodos están diseñadas para cirugías involucradas en la estimulación neurológica y el registro, así como la inyección, pero la versatilidad del sistema permite la futura expansión del protocolo, técnicas de extracción y modelos a un alcance más amplio de cirugías.

Introduction

La investigación de primates ha sido un paso fundamental en la progresión de la investigación médica de modelos animales a ensayos en humanos1,2. Esto es especialmente así en el estudio de la neurociencia y la ingeniería neuronal, ya que hay una gran discrepancia fisiológica y anatómica entre los cerebros de roedores y los de los primates no humanos (NHP)1,2,3. Con tecnologías genéticas emergentes como la quimiogenética, la optogenética y las imágenes de calcio que requieren la modificación genética de las neuronas, la investigación de ingeniería neuronal que estudia la función neuronal en los NHP ha ganado especial atención como modelo preclínico para entender la función cerebral2,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16. En la mayoría de los experimentos de neurociencia nhP, se requieren medidas neuroquirúrgicas para la implantación de diversos dispositivos tales como postes de cabeza, cámaras de estimulación y grabación, matrices de electrodos y ventanas ópticas4,5,6,7,10,11,13,14,15,17,18.

Los laboratorios actuales de NHP utilizan una variedad de métodos que a menudo incluyen prácticas ineficaces, incluyendo sedar al animal para que se ajuste a las piernas de un poste de la cabeza y aproximar la curvatura del cráneo alrededor del sitio de craneotomía. Otros laboratorios ajustan el poste de la cabeza al cráneo en la cirugía o emplean métodos más avanzados para obtener las mediciones necesarias para la implantación como el análisis de un atlas cerebral NHP y resonancia magnética (MR) para tratar de estimar las curvaturas del cráneo2,10,11,16. Las neurocirugías en los PNA también implican inyecciones de fluidos, y los laboratorios a menudo no tienen manera de visualizar la ubicación de inyección proyectada dentro del cerebro2,4,5,13,14 que dependen únicamente de las mediciones estereotaxicas y la comparación con las exploraciones por RMN. Estos métodos tienen un grado de incertidumbre inevitable al no poder probar la compatibilidad física de todos los componentes complejos del implante.

Por lo tanto, hay una necesidad de un método no invasivo preciso para la planificación neuroquirúrgica en los PNA. Aquí, presentamos un protocolo y metodología para la preparación de cirugías de implantación e inyección en estos animales. Todo el proceso proviene de las resonancias magnéticas, donde el cerebro y el cráneo se extraen de los datos para crear modelos tridimensionales (3D) que luego se pueden imprimir en 3D. Los modelos de cráneo y cerebro se pueden combinar para prepararse para cirugías de craneotomía, así como postes de cabeza con un mayor nivel de precisión. El modelo cerebral también se puede utilizar para crear un molde para la fundición de un modelo de gel anatómicamente preciso del cerebro. El cerebro de gel solo y en combinación con un cráneo extraído se puede utilizar para prepararse para una variedad de cirugías de inyección. A continuación describiremos cada uno de los pasos necesarios para la caja de herramientas basada en RMN para la preparación neuroquirúrgica.

Protocol

Todos los procedimientos con animales fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Washington. Se utilizaron dos ésos macacos machos (mono H: 14,9 kg y 7 años, mono L: 14,8 kg y 6 años). 1. Adquisición de imágenes Transporte el mono a un escáner de RMN 3T y coloque al animal en un marco estereotaxico compatible con RMN (Tabla de materiales). Registre el T1 estándar (ángulo de volteo a 8o, tiempo de repetición/ti…

Representative Results

La manipulación y el análisis de las resonancias magnéticas como medida de planificación de la craneotomía preoperatoria se ha utilizado con éxito en los últimos2,5,10,16. Este proceso, sin embargo, se ha mejorado en gran medida por la adición del modelado 3D del cerebro, cráneo y craneotomía. Pudimos crear con éxito un modelo físico anatómicamente preciso del cerebro que reflejaba…

Discussion

Este artículo describe una caja de herramientas para la preparación de neurocirugías en LOS PCN utilizando modelos físicos y CAD de cráneo y anatomía cerebral extraídos de las exploraciones por RMN.

Mientras que los modelos de cráneo y cerebro extraídos e impresos en 3D fueron diseñados específicamente para la preparación de cirugías de craneotomía y la cabeza postimplantaciones, la metodología se presta a varias otras aplicaciones. Como se describió anteriormente, el modelo f?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este proyecto fue apoyado por el Instituto Nacional de Salud Infantil y Desarrollo Humano Eunice Kennedy Shiver de los Institutos Nacionales de Salud bajo el Premio Número K12HD073945, el Centro Nacional de Investigación de Primates de Washington (WaNPCR, P51 OD010425), el Centro de Neurotecnología (CNT, un Centro Nacional de Investigación de Ingeniería de la Fundación Científica bajo la Beca CEE-1028725) y la Universidad de Washington Royalty. La financiación de los laboratorios Macknik y Martinez-Conde para este proyecto vino de un PREMIO BRAIN Initiative NSF-NCS 1734887, así como de los Premios NSF 1523614 y 1829474, y de las Becas SUNY Empire Innovator a cada profesor. Agradecemos a Karam Khateeb por su ayuda con la preparación de la agarosa, y a Toni J Huan por su ayuda técnica.

Materials

3D Printing Software (GrabCAD Print) Stratasys Version 1.36 Used for High quality 3D printing
3D Printing Software (Simplify 3D) Simplify3D Version 4.1 Used for PLA 3D printing
Agarose Benchmark Scientific A1700 Used for making gel brains
Black Nail Polish L.A. Colors CNP637 Used for gel molding
Cannula (ID 320 um, OD 432 um) Polymicro Technologies 1068150627 Used to inject dye into gel brain
Cannula (ID 450 um, OD 666 um) Polymicro Technologies 1068150625 Used to inject dye into gel brain
Catheter Connector B Braun PCC2000 Perifix for 20-24 Gage epidural catheters; Units per Cs 50
Dremel 3D Digilab 3D45 printer Dremel F0133D45AA Used for prototyping in PLA
ECOWORKS Stratasys 300-00104 Used to dissolve QSR support structures
Erlymeyer flask Pyrex 4980 Used for gel molding
Ethyl cyanoacrylate The Original Super Glue Corp. 15187 Used to make combined cannula
Graduated cylinder 3023 Used for gel molding
HATCHBOX PLA 3D Printer Filament HATCHBOX 3DPLA-1KG1.75-RED/3DPLA-1KG1.75-BLACK 1kg Spool, 1.75mm, Red/Black
Locust Bean Gum Modernist Pantry 1018 Gumming agent for gel brain mixtures
MATLAB MathWorks R2019b Used for skull extraction
McCormick Yellow Food Color McCormick Used for dye injection
Microwave Panasonic NN-SD975S Used for agarose curing
MR Imaging Software (3D Slicer) 3D Slicer Version 4.10.2 Used for 3D model generation
MR Imaging Software (Mango with BET plugin) Reasearch Imaging Institute Version 4.1 Used for brain extraction
Philips Acheiva MRI System Philips 4522 991 19391 Used to image non-human primates
Phosphate Buffered Solution Gibco 70011-044 10X diluted with DI water to 1X
Pump WPI UMP3T-1 Used for dye injection
Pump driver WPI UMP3T-1 Used for dye injection
Refrigerator General Electric Used to preserve agarose gel
Scientific Spatula VWR 82027-494 Used to extract gel molds
SolidWorks Dassault Systemes 2019
Stratasys ABS-M30 filament Stratasys 333-60304 Used for high quality 3D printing
Stratasys F170 3D printer Stratasys 123-10000 Used for high quality 3D printing
Stratasys QSR support Stratasys 333-63500 Used to create supports with ABS model
Syringe SGE SGE250TLL Used for dye injection

Riferimenti

  1. Phillips, K. A., et al. Why primate models matter. American Journal of Primatology. 76 (9), 801-827 (2014).
  2. Macknik, S. L., et al. Advanced Circuit and Cellular Imaging Methods in Nonhuman Primates. Journal of Neuroscience. 39 (42), 8267-8274 (2019).
  3. Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (9), 3507-3512 (2013).
  4. Ju, N., Jiang, R., Macknik, S. L., Martinez-Conde, S., Tang, S. Long-term all-optical interrogation of cortical neurons in awake-behaving nonhuman primates. PLoS Biol. 16 (8), 2005839 (2018).
  5. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Widespread optogenetic expression in macaque cortex obtained with MR-guided, convection enhanced delivery (CED) of AAV vector to the thalamus. Journal of Neuroscience Methods. 293, 347-358 (2018).
  6. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Kharazia, V., Sabes, P. N. Targeted cortical reorganization using optogenetics in nonhuman primates. Elife. 7, (2018).
  7. Ledochowitsch, P., et al. Strategies for optical control and simultaneous electrical readout of extended cortical circuits. Journal of Neuroscience Methods. 256, 220-231 (2015).
  8. Yao, Z., Yazdan-Shahmorad, A. A Quantitative Model for Estimating the Scale of Photochemically Induced Ischemic Stroke. Conference proceedings – IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2018, 2744-2747 (2018).
  9. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Sabes, P. N. Novel techniques for large-scale manipulations of cortical networks in nonhuman primates. Conference proceedings – IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2018, 5479-5482 (2018).
  10. Yazdan-Shahmorad, A., et al. A Large-Scale Interface for Optogenetic Stimulation and Recording in Nonhuman Primates. Neuron. 89 (5), 927-939 (2016).
  11. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Demonstration of a setup for chronic optogenetic stimulation and recording across cortical areas in nonhuman primates. SPIE BiOS. , (2015).
  12. Han, X. Optogenetics in the nonhuman primate. Progress in Brain Research. 196, 215-233 (2012).
  13. Acker, L., Pino, E. N., Boyden, E. S., Desimone, R. FEF inactivation with improved optogenetic methods. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (46), 7297-7306 (2016).
  14. May, T., et al. Detection of optogenetic stimulation in somatosensory cortex by nonhuman primates–towards artificial tactile sensation. PLoS One. 9 (12), 114529 (2014).
  15. Griggs, D. J., K, K., Philips, S., Chan, J. W., Ojemann, W. K. S., Yazdan-Shahmorad, A. Optimized large-scale optogenetic interface for nonhuman primates. SPIE BiOS. , (2019).
  16. Khateeb, K., Griggs, D. J., Sabes, P. N., Yazdan-Shahmorad, A. Convection Enhanced Delivery of Optogenetic Adeno-associated Viral Vector to the Cortex of Rhesus Macaque Under Guidance of Online MRI Images. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  17. Lucas, T. H., Fetz, E. E. Myo-cortical crossed feedback reorganizes primate motor cortex output. Journal of Neuroscience. 33 (12), 5261-5274 (2013).
  18. Jackson, A., Mavoori, J., Fetz, E. E. Long-term motor cortex plasticity induced by an electronic neural implant. Nature. 444 (7115), 56-60 (2006).
  19. Paxinos, G., Huang, X. F., Petrides, M., Toga, A. W. . The Rhesus Monkey Brain in Stereotaxic Coordinates. 2nd Edition. , (2008).
  20. Krauze, M. T., et al. Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents. Journal of Neurosurgery. 103 (5), 923-929 (2005).
  21. Chen, Z. J., et al. A realistic brain tissue phantom for intraparenchymal infusion studies. Journal of Neurosurgery. 101 (2), 314-322 (2004).
  22. Cheng, H., et al. Prolonged operative duration is associated with complications: a systematic review and meta-analysis. Journal of Surgical Research. 229, 134-144 (2018).
  23. Michikawa, T., et al. Automatic extraction of endocranial surfaces from CT images of crania. PLoS One. 12 (4), 0168516 (2017).
  24. Soliman, A. S., et al. A realistic phantom for validating MRI-based synthetic CT images of the human skull. Medical Physics. 44 (9), 4687-4694 (2017).
  25. Blonde, J. D., et al. Customizable cap implants for neurophysiological experimentation. Journal of Neuroscience Methods. 304, 103-117 (2018).
  26. Overton, J. A., et al. Improved methods for acrylic-free implants in nonhuman primates for neuroscience research. Journal of Neurophysiology. 118 (6), 3252-3270 (2017).
  27. Lohmeier, J., Kaneko, T., Hamm, B., Makowski, M. R., Okano, H. atlasBREX: Automated template-derived brain extraction in animal MRI. Scientific Reports. 9 (1), 12219 (2019).
  28. Ortiz-Rios, M., et al. Improved methods for MRI-compatible implants in nonhuman primates. Journal of Neuroscience Methods. 308, 377-389 (2018).
  29. Nishimura, Y., Perlmutter, S. I., Eaton, R. W., Fetz, E. E. Spike-timing-dependent plasticity in primate corticospinal connections induced during free behavior. Neuron. 80 (5), 1301-1309 (2013).
  30. Seeman, S. C., Mogen, B. J., Fetz, E. E., Perlmutter, S. I. Paired Stimulation for Spike-Timing-Dependent Plasticity in Primate Sensorimotor Cortex. Journal of Neuroscience. 37 (7), 1935-1949 (2017).
  31. Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. 122 (4), 1502-1517 (2019).
  32. Schweizer-Gorgas, D., et al. Magnetic resonance imaging features of canine gliomatosis cerebri. Veterinary Radiology & Ultrasound. 59 (2), 180-187 (2018).
  33. Galvan, A., et al. Nonhuman Primate Optogenetics: Recent Advances and Future Directions. Journal of Neuroscience. 37 (45), 10894-10903 (2017).
  34. Galvan, A., Caiola, M. J., Albaugh, D. L. Advances in optogenetic and chemogenetic methods to study brain circuits in nonhuman primates. Journal of Neural Transmission. 125 (3), 547-563 (2018).

Play Video

Citazione di questo articolo
Ojemann, W. K., Griggs, D. J., Ip, Z., Caballero, O., Jahanian, H., Martinez-Conde, S., Macknik, S., Yazdan-Shahmorad, A. A MRI-Based Toolbox for Neurosurgical Planning in Nonhuman Primates. J. Vis. Exp. (161), e61098, doi:10.3791/61098 (2020).

View Video