Summary
Un certain nombre de procédures différentes pour la préparation des nanoparticules pour l’analyse de surface sont présentées (coulée de goutte, revêtement de spin, dépôt de poudres et cryofixation). Nous discutons des défis, des opportunités et des applications possibles de chaque méthode, en particulier en ce qui concerne les changements dans les propriétés de surface causés par les différentes méthodes de préparation.
Abstract
Les nanoparticules ont attiré de plus en plus d’attention ces dernières années en raison de leur potentiel et de leur application dans différents domaines, notamment la médecine, les cosmétiques, la chimie et leur potentiel à permettre des matériaux avancés. Pour comprendre et réguler efficacement les propriétés physico-chimiques et les effets indésirables potentiels des nanoparticules, des procédures de mesure validées pour les différentes propriétés des nanoparticules doivent être développées. Bien que des procédures de mesure de la taille et de la distribution granulométrique des nanoparticules soient déjà établies, des méthodes normalisées d’analyse de leur chimie de surface ne sont pas encore en place, bien que l’influence de la chimie de surface sur les propriétés des nanoparticules soit incontestée. En particulier, le stockage et la préparation des nanoparticules pour l’analyse de surface influencent fortement les résultats analytiques de diverses méthodes, et afin d’obtenir des résultats cohérents, la préparation des échantillons doit être à la fois optimisée et normalisée. Dans cette contribution, nous présentons, en détail, quelques procédures standard pour la préparation de nanoparticules pour l’analyse de surface. En principe, les nanoparticules peuvent être déposées sur un substrat approprié à partir d’une suspension ou d’une poudre. Les plaquettes de silicium (Si) sont couramment utilisées comme substrat, mais leur nettoyage est essentiel au processus. Pour la préparation des échantillons à partir de la suspension, nous discuterons de la coulée sous forme de goutte et du revêtement par essorage, où non seulement la propreté du substrat et la pureté de la suspension, mais aussi sa concentration jouent un rôle important dans le succès de la méthodologie de préparation. Pour les nanoparticules avec des coquilles ou des revêtements de ligand sensibles, le dépôt sous forme de poudres est plus approprié, bien que cette méthode nécessite un soin particulier dans la fixation de l’échantillon.
Introduction
Les nanomatériaux sont définis comme des matériaux ayant une dimension externe comprise entre 1 nm et 100 nm ou ayant une structure interne ou de surface à cette échelle1. En raison des propriétés uniques découlant de leur petite échelle et de leur grande surface correspondante (entre autres facteurs), ils trouvent une utilisation croissante dans une grande variété de domaines, notamment l’agriculture, la chimie, la construction automobile, les cosmétiques, l’environnement, la médecine, l’impression, l’énergie et les textiles. Cette utilisation accrue signifie que l’homme et l’environnement seront exposés, à une échelle jusqu’ici inconnue, à ces matériaux dont les propriétés toxicologiques ne sont pas encore entièrement connues et dont la taille permet leur intégration facile dans les systèmes biologiques ou environnementaux2.
Après les propriétés fondamentales de la surface et de la distribution taille/taille des particules, la chimie de surface et les revêtements ont été identifiés comme la propriété la plus cruciale des nanomatériaux3; les particules plus petites ont une surface plus élevée par unité de masse, et donc un rapport plus élevé entre la surface et les atomes en vrac. En effet, pour les nanoparticules de taille 1 nm, plus de 70% des atomes peuvent être trouvés aux coins ou aux bords; cela influence fortement les propriétés de surface telles que la chimisorption qui dépend fortement de la morphologie de surface à l’échelle atomique4. La réglementation relative aux nanomatériaux exige des données précises sur les propriétés physicochimiques et des estimations fiables des propriétés toxicologiques de ces matériaux. Afin d’estimer efficacement les propriétés toxicologiques à partir des propriétés physiques et chimiques des nanomatériaux, la communauté des nanomatériaux a besoin de procédures analytiques fiables, normalisées et vérifiées. Des projets tels que ACEnano5 visent à collecter et à corréler des données physiques précises et vérifiables à partir de nanoparticules dans un cadre permettant une meilleure réglementation et caractérisation des nanomatériaux. Cette tendance vers des procédures analytiques standardisées a également été soutenue par les éditeurs d’ACS Nano, désireux de « consolider et de convenir de méthodes de caractérisation et de niveaux minimaux d’analyse des matériaux6 ». En outre, XPS et ToF-SIMS offrent de nouvelles possibilités pour élucider l’architecture des particules des nanoparticules noyau-enveloppe7,8.
La spectroscopie photoélectronique à rayons X (XPS) et la spectrométrie de masse ionique secondaire à temps de vol (ToF-SIMS), comparées dans le tableau 1, sont des méthodes bien établies pour l’étude des atomes de surface. Dans XPS, l’échantillon est irradié avec des rayons X ayant une énergie comprise entre 1 et 2 keV, provoquant l’émission d’électrons en raison de l’effet photoélectrique. Ces électrons émis, ayant une énergie cinétique dans la même gamme, sont corrélés à l’énergie de liaison des électrons dans le solide; l’apparition de photoélectrons à ces énergies de liaison définies et à ces intensités mesurables permet donc une analyse quantitative de la composition. Étant donné que la voie libre moyenne de ces photoélectrons est inférieure à 10 nm, XPS est une technique très sensible à la surface pour l’analyse quantitative. De plus, l’analyse détaillée des énergies de liaison dans les spectres hautement résolus permet la détermination quantitative des états de valence de ces électrons.
Dans ToF-SIMS, la surface est pulvérisée avec un faisceau d’ions focalisés (ions primaires), les ions éjectés du matériau (ions secondaires) étant collectés et analysés dans un spectromètre de masse à temps de vol. Le motif masse/charge obtenu permet de déterminer la composition élémentaire, isotopique ou moléculaire. En raison de la voie libre moyenne des ions secondaires, cette technique est également très sensible à la surface et a une profondeur d’information de 1–2 nm mais est au mieux semi-quantitative, en raison de l’effet de matrice par lequel la probabilité d’ionisation (et donc le rendement) des ions secondaires est fortement influencée par leur matrice environnante. ToF-SIMS peut être utilisé en mode statique ou dynamique; la différence entre les deux est le flux ionique primaire qui affecte la surface. Le SIMS statique maintient le flux d’ions primaires à un niveau qui a un impact (c.-à-d. des fragments) sur un maximum de 1 % à 10 % de la surface; la surface reste relativement intacte, ce qui permet d’analyser les couches atomiques supérieures de matériau. Étant donné que même les SIMS statiques causent une certaine destruction à la surface, ils sont considérés comme moins « non destructifs » des deux méthodes.
Ces techniques sensibles à la surface permettent d’analyser les premiers nanomètres du matériau, y compris les revêtements intentionnels ou non intentionnels, qui, pour les nanomatériaux, peuvent influencer de manière significative les propriétés du matériau. Des exemples de revêtements intentionnels sont les couches de recouvrement sur les points quantiques pour améliorer les rendements quantiques de photoluminescence et réduire la réactivité environnementale9, les revêtements d’alumine ou de silice pour la prévention de l’activité photocatalytique des nanoparticules de titane dans les écrans solaires10, la fonctionnalisation de surface pour permettre la bioconjugation et l’activité biologique ultérieure11, les revêtements pour les applications de diagnostic et d’administration de médicaments12 , et des revêtements fluorocarbonés sur des particules magnétiques pour les ferrofluides et les systèmes métalliques noyau-enveloppe afin d’améliorer les propriétés du catalyseur13. Les revêtements non intentionnels, tels que l’oxydation, la contamination de surface ou les couronnes protéiques dans les systèmes biologiques, ont une influence tout aussi forte sur les propriétés des nanoparticules et il est crucial que les procédures de préparation expérimentales garantissent que le revêtement et plus généralement la chimie de surface du nanomatériau ne sont pas détruits ou transformés. Il est également crucial d’évaluer les propriétés des nanoparticules car elles sont in situ, car leurs propriétés peuvent être radicalement modifiées par le changement2,14,15. En outre, la concentration de stabilisants dans la suspension de nanoparticules peut influencer considérablement l’analyse et l’intégrité structurelle des nanoparticules; la présence d’un stabilisateur peut entraîner de grands signaux indésirables (par exemple, C, H, O et Na) dans l’analyse, tandis que son élimination peut entraîner des dommages ou une agglomération des nanoparticules.
En raison de leur taille et de leur surface, les conditions de stockage des nanoparticules affectent également leur comportement, à la fois en tant que poudres / suspensions stockées et en tant qu’échantillons préparés. Divers essais ont montré l’effet de conditions de stockage sous-optimales, en particulier le stockage à température ambiante et l’exposition à la lumière, pour provoquer une dégradation des nanoparticules qui modifie les propriétés physiques, chimiques et/ou toxicologiques des particules14,15,16,17,18 . Il a été démontré que les nanoparticules plus petites s’oxydent plus rapidement que les nanoparticules plus grosses, les taux d’oxydation/dégradation dépendant des conditions de stockage15 ainsi que de la chimie de surface14. Il a été démontré que les effets de la dégradation des nanoparticules pendant le stockage affectent de manière significative les propriétés physicochimiques, y compris la toxicité14, tandis que la croissance oxydative peut se poursuivre vers l’intérieur au détriment du noyau15.
Le stockage et la préparation soigneux des nanomatériaux sont donc essentiels pour une analyse de surface précise, et tous les facteurs susceptibles d’influencer la surface de l’échantillon et/ou la qualité des mesures doivent être soigneusement pris en compte. Il convient de noter qu’en raison de la résolution spatiale relativement faible de XPS (dans la gamme μm) et ToF-SIMS (quelques centaines de nm), seul un petit sous-ensemble des nanoparticules peut être étudié; ces méthodes font la moyenne sur une zone et n’ont pas la capacité d’imager des particules individuelles comme c’est possible avec des techniques telles que la microscopie électronique. Pour cette raison, toute analyse nécessite le dépôt des nanoparticules dans une couche continue pour assurer l’absence d’interférence du substrat. La microscopie électronique et XPS/ToF-SIMS sont donc souvent utilisées ensemble comme méthodes complémentaires pour l’analyse des nanomatériaux.
Outre les changements dans la chimie de surface, les principaux défis pour la préparation d’échantillons de nanoparticules pour l’analyse XPS et ToF-SIMS sont de préparer une couche qui est: homogène, pour augmenter la reproductibilité; gapless, pour minimiser la contribution du substrat aux spectres; suffisamment mince pour éviter les effets de charge (pour les échantillons non conducteurs); et solidement fixé au substrat, pour éviter que des nanoparticules libres ne pénètrent et n’endommagent les instruments à vide ultra-poussé
Les nanoparticules peuvent être déposées sur le substrat à partir d’une suspension ou sous forme de poudre. Tout d’abord, nous discuterons des différentes méthodes de dépôt de nanoparticules à partir de la suspension. Les plaquettes de silicium sont un substrat couramment utilisé pour le dépôt en suspension, car elles sont relativement bon marché, facilement disponibles en tant que produit très pur composé de silicium pur ou dopé (le dopage évite les effets de charge), et pour la plupart des nanoparticules, les pics spectraux ne se chevauchent pas avec les pics typiques des nanoparticules. Ce dernier point est important; avant l’analyse, il convient de s’assurer que les pics du substrat sont bien séparés des pics attendus des nanoparticules, sinon l’interprétation des spectres est compliquée ou impossible et la couverture continue du substrat par les nanoparticules ne peut être vérifiée. Avant d’utiliser des plaquettes de silicium, une procédure de nettoyage approfondie (décrite dans cette publication) est nécessaire pour éliminer les contaminants (organiques) et augmenter la mouillabilité de la surface. D’autres substrats appropriés tels que des films d’or, du graphite pyrolytique hautement ordonné (HOPG) ou des feuilles d’indium ont été utilisés avec succès, mais une discussion sur leur préparation dépasse le cadre de ce travail19,20,21,22.
Deuxièmement, nous présentons des méthodes de dépôt de poudres de nanoparticules sur un substrat pour l’analyse XPS et ToF-SIMS et présentons les avantages et les inconvénients de chaque méthode, permettant aux chercheurs novices dans les techniques de trouver la méthode de préparation optimale pour leurs besoins. Troisièmement, nous discutons de la cryofixation, qui est une méthode de préparation appropriée pour conserver des caractéristiques telles que le comportement d’agglomération, la couronne organique, l’interface solide/aqueuse23,24 ou la distribution en milieu biologique25 des NP. La cryofixation, généralement la congélation rapide du matériau dans un cryogène refroidi à l’azote liquide et l’analyse à l’état congelé-hydraté, permet l’analyse et la visualisation de nanoparticules directement dans des matrices complexes. Cette procédure ne provoque pas la formation de cristaux de glace, mais forme de la glace amorphe qui maintient les membranes et les structures cellulaires et tissulaires dans leur état biologique natif, évitant les dommages causés par les processus de cristallisation de l’eau et permettant de maintenir la distribution chimique exacte de tous les métabolites cellulaires et composés membranaires cellulaires26,27,28 . Cette méthode de préparation peut être particulièrement intéressante pour présenter une carte chimique exacte de l’agglomérat ou de l’hétéroagglomrat de NP réel, visualiser l’espace chimique exact à proximité de la nanoparticule directement en suspension ou corréler soit les caractéristiques spécifiques du tissu cellulaire, soit les compartiments intracellulaires dans les agglomérats ou les hétéroagglomérats de NP.
Comme le montrent les résultats présentés dans ce travail, la procédure la plus appropriée dans un cas particulier dépend d’une variété de paramètres tels que l’hydrophilie, la stabilité, la conductivité, l’état (par exemple, la poudre ou la suspension) des nanoparticules et la question analytique en question (par exemple, la taille, les propriétés en vrac ou les revêtements de surface). Une variété de méthodes sont présentées ici qui peuvent être utilisées pour la préparation des NP pour l’analyse de surface, ainsi qu’une comparaison de leurs avantages et inconvénients.
Protocol
ATTENTION : Les propriétés toxicologiques des nanoparticules sont toujours à l’étude; en raison de leur taille, ils peuvent présenter des dangers uniques chez l’homme ainsi que dans l’environnement, même lorsqu’ils sont constitués de matières intrinsèquement non dangereuses. Avant d’entreprendre tout travail avec des nanoparticules, une évaluation appropriée des risques doit être effectuée et des contrôles techniques appropriés, des procédures de laboratoire et des EPI (équipements de protection individuelle) doivent être mis en place, en fonction du niveau de danger des matériaux à étudier29,30,31,32.
1. Préparation des plaquettes de Si
REMARQUE: Ces étapes sont nécessaires pour éliminer la contamination indésirable (organique) et augmenter la mouillabilité de la surface. Tous les solvants utilisés doivent être au moins de qualité ACS. Un bain de sonication standard (35 kH et 120 Watts) convient.
- Nettoyage chimique humide des plaquettes de Si
- Mettez la plaquette de Si dans un bécher avec de l’isopropanol et de l’ultrasonate pendant 5 min.
- Transférer la plaquette de Si dans un bécher avec une solution de nettoyage de verre alcalin et ultrasoner pendant 10 min.
- Mettez la plaquette dans un bécher avec de l’eau ultrapure. Changez l’eau 10 fois en versant l’eau et en remplissant le bécher; les plaquettes de Si resteront au fond en raison de l’effet capillaire.
- Sécher la plaquette avec du gaz N2 propre.
REMARQUE: Le séchage avec du N2 empêche la formation de « grains de café » et d’autres artefacts dus au séchage à l’eau. - Mettez la plaquette dans un deuxième bécher avec de l’isopropanol et des ultrasons pendant 10 min.
- Sécher la plaquette avec du gaz N2 propre.
- Mettez la plaquette dans un bécher avec de l’éthanol et des ultrasons pendant 10 min.
- Sécher la plaquette avec du gaz N2 propre. Le protocole peut être mis en pause ici.
- Nettoyage au plasma ou UV/ozone des plaquettes de silicium
- Introduisez la plaquette de Si dans le plasma ou le nettoyant UV/ozone et allumez-la pendant 30 min.
REMARQUE: Les plaquettes doivent être nettoyées au plasma ou aux UV / ozone immédiatement avant utilisation.
- Introduisez la plaquette de Si dans le plasma ou le nettoyant UV/ozone et allumez-la pendant 30 min.
2. Dépôt de nanoparticules de la suspension
REMARQUE: La voie d’exposition la plus courante pour les nanoparticules est par inhalation. Travailler avec des suspensions peut minimiser les risques d’exposition.
- Préparation de suspension de nanoparticules à partir de poudre
REMARQUE: Toutes les quantités décrites ici sont des exemples. La méthode doit être optimisée pour les nanoparticules particulières utilisées dans chaque cas.- Peser avec précision 15 mg de poudre de nanoparticules (± 10%) dans un tube de 10 mL.
- Peser avec précision dans environ 8 mL d’eau ultrapure.
- Fermez le tube, emballez dans un tube de centrifugeuse de 50 mL avec une serviette en papier et placez-le dans le vortexeur à 3 000 tr/min pendant 15 min.
- Coulée goutte à goutte de nanoparticules électriquement conductrices à partir d’une suspension aqueuse
- Placez la plaquette dans le nettoyant UV/ozone pendant 30 min.
- Placez la plaquette dans la moitié du porte-plaquette et placez une goutte de 3 μL de suspension de nanoparticules au centre de l’anneau.
- Montez un joint torique Viton de 6,07 mm de diamètre sur la plaquette autour de la gouttelette. Veillez à ce que l’anneau ne touche pas la gouttelette.
- Placez la plaquette dans un dessiccateur sous vide sous un vide de 4 mbar pendant 15 min pour sécher la plaquette.
- Retirez la plaquette du dessiccateur et examinez à l’aide de la microscopie optique et de XPS pour déterminer que la couche de particules est homogène et fermée. Répétez les étapes 2.2.1 et 2.2.2 jusqu’à ce que l’analyse montre une couche fermée et homogène. Le protocole peut être mis en pause ici.
- Spin-coating de nanoparticules électriquement non conductrices à partir d’une suspension aqueuse
- Placez la plaquette dans le nettoyant UV/ozone pendant 30 min.
REMARQUE: En enfonçant des suspensions de différentes concentrations en utilisant le même protocole, différents niveaux de couverture de surface peuvent être atteints. - Programmez le spin-coater. Un exemple de programme approprié est le suivant : étape 1 : rampe de 500 tr/min/s à 1 000 tr/min (5 s) ; étape 2 : rampe de 1 000 tr/min à 2 000 tr/min (3 min) ; étape 3 : décélération à 2 000 tr/min à 0 tr/min.
- Insérez la plaquette dans le spin-coater et allumez le vide pour la fixation.
- Déposez 80 μL de la suspension sur la plaquette et démarrez le programme.
- Retirez la plaquette du spin-coater.
- Conservez l’échantillon dans un nouveau bac à plaquettes propre. Le protocole peut être mis en pause ici.
- Analysez l’échantillon à l’aide du MEB pour confirmer la couverture sans espace du substrat.
- Placez la plaquette dans le nettoyant UV/ozone pendant 30 min.
3. Dépôt de nanoparticules à partir de poudre
- Dépôt de nanoparticules sur des rubans adhésifs double face (« stick and go »)
- Fixez l’adhésif double face au porte-échantillon et retirez la doublure.
- Prenez une pointe de spatule de la poudre de nanoparticules et trempez-la sur l’adhésif.
- Étalez l’échantillon sur l’adhésif et appuyez sur l’adhésif avec la spatule, jusqu’à ce que la plus grande partie possible de la poudre soit collée.
- Vérifiez que la poudre est fixée sur le robinet en inversant et en tapotant le porte-échantillon et en soufflant un jet de gaz (p. ex. azote) à travers celui-ci. Le protocole peut être mis en pause ici.
REMARQUE: Alternativement, une petite quantité de poudre peut être placée sur une surface nettoyée (feuille d’alu ou lame de verre) et pressée par le haut avec l’adhésif et le porte-échantillon double face. - Placez une pointe de spatule de la poudre sur la surface nettoyée. Appuyez sur le porte-échantillon avec l’adhésif sur la poudre par le haut.
- Vérifiez que la poudre est fixée sur le robinet en inversant et en tapotant le porte-échantillon et en soufflant un jet de gaz (p. ex. azote) à travers celui-ci. Le protocole peut être mis en pause ici.
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Préparation de granulés de poudre pressée
- Nettoyez soigneusement toutes les parties de la matrice à granulés, en prenant soin de ne pas rayer la surface polie.
- Inverser la matrice à granulés et reposer sur une petite entretoise.
- Insérez le piston et une pastille d’acier inoxydable, avec le côté poli vers le haut, et tirez le piston jusqu’à ce qu’il y ait suffisamment d’espace pour remplir avec l’échantillon en poudre.
- Remplissez la matrice avec une petite quantité d’échantillon (1 grande pointe de spatule), puis insérez la deuxième pastille d’acier inoxydable avec le côté poli face à l’échantillon.
- Placez la base sur le corps et inversez soigneusement. Si un vide est souhaité et disponible, fixez la pompe à vide à la base de la matrice à granulés.
- Placez le dé dans une presse, en vous assurant qu’il est centré.
- Appliquez une charge légère (2 kN) pendant environ 20 s et relâchez.
- Appliquez une charge plus lourde (6 kN) pendant 2 min et relâchez.
- Une fois la charge libérée, relâchez la pompe à vide.
REMARQUE: En raison des différentes propriétés matérielles de diverses nanoparticules, il peut être avantageux de préparer une série de granulés avec des charges et des temps de chargement différents pour déterminer les conditions optimales de pressage des granulés. - Inversez la matrice, placez l’anneau d’extraction en position et placez une charge légère (jusqu’à 1 kN) entre le piston et l’anneau d’extraction.
- Retirez les pièces de la matrice de la presse et extrayez soigneusement la pastille d’échantillon avec une pince à épiler.
- Montez doucement l’échantillon sur une plaquette de Si nettoyée à l’aide d’un adhésif double face. Le protocole peut être mis en pause ici.
4. Cryofixation de suspensions de nanoparticules
- Remplissez la chambre principale de l’appareil de congélation rapide avec de l’azote liquide.
- Remplissez la chambre de congélation rapide refroidie avec le cryogène (propane).
- Laissez l’appareil de congélation rapide refroidir à sa température de fonctionnement.
REMARQUE: Le dispositif de congélation rapide nécessite un certain temps pour atteindre la température de fonctionnement avant la préparation de l’échantillon, donc un délai raisonnable (quelques heures) est nécessaire pour cryofixer les échantillons. - Déposer 10–20 μL de suspension NP sur une plaquette de Si nettoyée avec une pipette.
- En tenant la plaquette Si avec une pince à épiler fixe, placez-la à l’intérieur du dispositif de congélation à piston.
- Déplacez la pince à épiler de fixation en position de plongée.
- Appuyez sur le bouton pour déposer l’échantillon à l’intérieur du cryogène.
- Attendez plusieurs secondes jusqu’à ce que l’échantillon soit complètement congelé.
- Transférez les échantillons congelés le plus rapidement possible dans un environnement refroidi.
- Placez l’échantillon cryofixé (plaquette Si) dans le porte-échantillon et transférez-le à l’intérieur de l’instrument.
REMARQUE: Pour le transport, la glace carbonique est recommandée et le stockage d’échantillons à court terme est possible. Les échantillons peuvent être mesurés à l’état congelé avec un instrument refroidi ou avec les paramètres ToF-SIMS conventionnels après stabilisation par lyophilisation de l’échantillon.
Representative Results
Cet article présente une variété de méthodes de préparation d’échantillons pour l’analyse de surface des nanoparticules. Étant donné que les propriétés physicochimiques d’un NP spécifique définiront à la fois la méthode optimale pour la préparation des échantillons (par exemple, la coulée goutte à goutte par rapport au revêtement par essorage) et la meilleure procédure pour cette méthode (par exemple, nécessitant différents substrats ou solvants), la pertinence de la méthode utilisée doit être validée par d’autres méthodes analytiques et optimisée si nécessaire. Les résultats de cette publication sont conformes à ceux de la littérature publiée précédemment en montrant la nécessité de protocoles et de procédures cohérents pour la préparation des échantillons ainsi que la nécessité de contrôles de qualité pour s’assurer que les méthodes de préparation et de purification des échantillons sont appropriées, efficaces et n’endommagent pas les nanoparticules22,33,34,35,36.
Les méthodes d’échantillonnage et de stockage des NP n’ont pas été abordées ici, car elles sont décrites en détail dans diverses autres références14,15,16,17,18,34,37,38,39. Naturellement, il convient de veiller à ce que les échantillons analysés soient représentatifs de la distribution globale des nanoparticules et des méthodes d’échantillonnage appropriées développées et validées. Il a également été démontré que les conditions de stockage affectent fortement les propriétés des nanoparticules sur une période de plusieurs mois et doivent donc être soigneusement examinées. À titre d’exemple, nous recommandons que les nanoparticules soient stockées en petites quantités dans des récipients scellés à l’abri de la lumière, idéalement en dessous de 4 °C. Il est également essentiel que le stockage, l’échantillonnage et la préparation des échantillons soient systématiquement effectués selon des procédures validées et documentés en détail. Cette documentation doit inclure les métadonnées des IP eux-mêmes, telles que les informations de provenance et les conditions de stockage40. Des outils tels que les cahiers de laboratoire électroniques (ELN) peuvent être utiles pour une documentation cohérente des procédures et des métadonnées NP, ainsi que pour permettre la production de données selon le principe FAIR (Findable, Accessible, Interoperable et Reusable).
Une analyse de surface précise et correcte des NP nécessite tout d’abord un choix approprié de substrat. Nous avons utilisé des plaquettes de Si nettoyées comme substrats parce qu’elles sont facilement disponibles, durables, faciles à nettoyer, conductrices et suffisamment plates, mais selon les objectifs de l’analyse, la couche superficielle d’oxyde peut être un inconvénient, car les hydrocarbures adventices sur le substrat ne peuvent pas être différenciés de ceux sur les nanoparticules. Si nécessaire, d’autres matériaux tels que l’or ou les revêtements polymères sur les plaquettes de Si, les plaquettes de Si3N4 ou le HOPG (graphite pyrolytique hautement orienté) peuvent être utilisés19,20,21,22. La première étape de la préparation de l’échantillon décrite dans ce document consiste à nettoyer la plaquette Si, illustrée sous forme de schéma à la figure 1. L’efficacité du processus de nettoyage peut être vérifiée par une variété de méthodes, y compris XPS, comme le montre la figure 2. Le principal contaminant (carbone adventice) est typique des échantillons stockés dans l’air et est considérablement réduit après le processus de nettoyage. De plus, l’hydroxylation de la surface de la plaquette par traitement UV ou à l’ozone évite l’effet de l’anneau du café du dépôt de la suspension aqueuse en améliorant la mouillabilité et en conduisant, par conséquent, à une distribution plus homogène des nanoparticules, comme le montre la figure 3. D’autres méthodes de nettoyage chimique humide pour les plaquettes de Si peuvent être utilisées au besoin; ici, seule une surface propre et reproductible est nécessaire plutôt que l’élimination complète de tous les contaminants organiques ou de la couche d’oxyde. Si le protocole est interrompu entre les étapes de nettoyage et de dépôt de suspension, la plaquette doit être traitée à nouveau sous plasma ou UV/ozone et la suspension doit se déposer idéalement dans les 15 minutes suivant le traitement.
La suspension de nanoparticules noyau-enveloppe Au-Ag de 60 nm présentée à la section 2.2 contenait une quantité importante de citrate de sodium comme stabilisant, ce qui est courant dans les suspensions de nanoparticules. Pour une analyse précise de ces particules et de leurs propriétés de surface, en particulier via XPS, autant de stabilisateur que possible doit être retiré, car il atténue le signal des nanoparticules et provoque des effets de charge. Afin d’établir la méthode de purification optimale pour ces nanoparticules, représentées sous forme de micrographies SEM sur la figure 4, elles ont été soit dialysées dans de l’eau ultrapure, soit purifiées par centrifugation et redisper dispersion en trois exemplaires. Bien que la dialyse semble une méthode plus douce et que la centrifugation et la redispersion soient plus susceptibles de provoquer l’agglomération et l’agrégation des particules, les images SEM montrent une déformation et des dommages importants des nanoparticules Au-Ag après dialyse (Figure 4B), tandis que les particules centrifugées / redépartiées sont encore intactes (Figure 4C ). Ceci est particulièrement remarquable avec les nanoparticules métalliques; notre hypothèse est qu’il existe une quantité optimale de citrate de sodium qui permet une certaine stabilisation de la solution sans interférer avec le signal pour les nanoparticules, et l’élimination d’une trop grande quantité de stabilisateur provoque des dommages aux nanoparticules. Un rapport précédent montre qu’il existe un nombre optimal de cycles de centrifugation pour l’élimination de la majeure partie du citrate de sodium; le dépassement de ce nombre entraîne une certaine agrégation de NP33. Dans cette étude, neuf cycles de dialyse (un total de 36 h) ont été nécessaires pour obtenir une concentration de citrate similaire; cependant, cette méthode a entraîné une plus grande quantité d’agrégation que la centrifugation et a entraîné une diminution de la fonctionnalisation de surface. Ces résultats démontrent l’importance de vérifier chaque étape de la procédure de préparation pour chaque type de nanoparticule, en particulier avec des échantillons inconnus.
Les nanoparticules de noyau-enveloppe Au-Ag de 60 nm utilisées dans cet exemple conviennent à la coulée sous forme de goutte en raison de leur conductivité électrique, car les effets de charge ne sont pas un problème et une tache épaisse peut être générée par des dépôts répétés en utilisant relativement peu d’équipement. Cette couche plus épaisse a l’avantage de donner des mesures plus reproductibles, et la coulée à partir d’une suspension plus concentrée peut faire gagner du temps en réduisant le nombre d’étapes de dépôt. Le dépôt peut être influencé par la mouillabilité du substrat; un mauvais mouillage peut produire une tache épaisse de nanoparticules, ce qui est avantageux pour les échantillons conducteurs, tandis qu’un bon mouillage peut produire une couche de nanoparticules plus homogène, ce qui peut être utile pour les échantillons conducteurs et isolants. Comme décrit dans le protocole, la coulée goutte de suspensions de nanoparticules nécessite généralement des applications répétées pour obtenir une couche épaisse avec une couverture complète; cela doit être vérifié à l’aide de XPS, mais peut également être vérifié rapidement et facilement à l’aide de la microscopie optique. La figure 5 montre l’évolution de la couverture des gouttelettes dans une coulée de nanoparticules noyau-enveloppe Au-Ag à partir d’une solution aqueuse; dans ce cas, 13 étapes de coulée sont nécessaires pour obtenir une couverture complète. La coulée de goutte est particulièrement adaptée aux particules conductrices, ou celles où les effets de charge peuvent être compensés de manière adéquate. Comme pour les autres méthodes décrites dans cette publication, la coulée goutte à goutte doit être optimisée pour chaque échantillon, car différents matériaux NP auront des propriétés différentes en ce qui concerne la profondeur et la concentration des informations et les limites d’épaisseur du film. Il est important d’éviter les films trop épais qui peuvent provoquer l’empilement de matières organiques inhibant à leur tour le signal NP.
Un revêtement homogène et de bonne qualité permet d’assurer des résultats cohérents et reproductibles. En plus de la concentration de la suspension, du solvant et des paramètres de spin-coating, la qualité des suspensions enduites de spin peut également être influencée négativement par la présence de poussière ou d’autres grosses particules macro ou microscopiques. La figure 6 montre l’amélioration de la qualité du spin-coating d’une suspension de nanoparticules après filtration avec un filtre à seringue de 0,45 μm. Le filtre doit être choisi pour s’assurer qu’il n’élimine pas les nanoparticules de la suspension. Les trois différentes concentrations de suspension décrites dans le protocole (90, 9,0 et 0,9 mg/mL de nanoparticules noyau-enveloppe PS-PTFE de 135 nm) ont été coulées par spin dans les mêmes conditions et analysées à l’aide de SEM et xps. L’image et le spectre supérieurs de la figure 7 montrent le film coulé à partir de la suspension de 90 mg/mL, ce qui montre une couverture multicouche épaisse et sans espace dans l’image SEM ainsi qu’une absence notable de pics Si dans les spectres CPS, indiquant aucune contribution du substrat au spectre. Cet échantillon est idéal pour l’analyse XPS ou ToF-SIMS ; de plus, les plus petits pics F1 de la coquille des particules peuvent être clairement vus en l’absence d’un signal important du substrat. Le deuxième échantillon coulé à partir de la suspension de 9,0 mg/mL montre les particules dans de petits agglomérats monocouches, qui ne recouvrent pas complètement la surface. Cet échantillon est trop mince et inhomogène pour l’analyse XPS ou ToF-SIMS. En outre, l’analyse quantitative peut être altérée en raison de l’apport de carbone adventice sur le substrat, même après un nettoyage minutieux; à tout le moins, un tel effet doit être pris en compte dans le budget d’incertitude de la mesure. Cet échantillon serait toutefois idéal pour l’analyse SEM ou TEM de la distribution granulométrique à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images, car les particules existent en une seule couche et en nombre suffisant (dans l’image) pour fournir une évaluation statistiquement significative. L’échantillon coulé à partir de la concentration la plus faible (0,9 mg/mL) ne fournit ni une couverture continue ni une densité de particules suffisante pour le rendre apte à l’analyse de la chimie de surface ou de la distribution granulométrique. Une analyse quantitative fiable n’est pas du tout possible en raison de l’influence dominante du substrat.
Les NP noyau-enveloppe Al2O3-TiO2 avec une couche externe de PDMS ou de glycérol ont été préparés par coulée goutte à partir de suspension ainsi que de poudre en utilisant la méthode « stick-and-go » afin de comparer les effets des différentes méthodes de préparation sur la couche externe sensible. Les échantillons ont été analysés avec ToF-SIMS, où dans les spectres ont été analysés à l’aide de l’analyse en composantes principales (PCA). L’APC est une technique statistique permettant de réduire la dimensionnalité de grands ensembles de données en créant de nouvelles variables non corrélées (les principales composantes), qui maximisent la variance dans les données41,42,43,44,45. La séparation des différents ensembles d’échantillons sur le graphique des composantes principales permet d’analyser et de regrouper plus facilement les résultats. Sur le graphique des scores de l’APC de la figure 8B, qui montre le pouvoir de discrimination de chaque ensemble de données par rapport à tous les autres ensembles de données (c.-à-d. entre différents ensembles d’échantillons), les deux échantillons préparés à partir de poudre montrent des scores très différents, tandis que les échantillons préparés à partir de la dispersion montrent des scores très similaires. Les diagrammes de chargement illustrés à la figure 8C indiquent la relation entre les variables, c’est-à-dire les pics qui contribuent le plus aux composantes principales respectives. Toutes les composantes principales sont triées en fonction de leur contribution à la différence observée entre les ensembles de données, c’est-à-dire que l’APC1 contribue le plus à la séparation observée des différents ensembles de données. Le PC1 est dominé par la présence (IP enduits de PDMS préparés à partir de poudre) ou l’absence (tous les autres échantillons) de pics pdMS, tandis que le PC2, le facteur expliquant la deuxième plus grande variation dans les ensembles de données, permet la différenciation de l’Al2O3 et le plafonnement organique des NP. Cela indique que les spectres mesurés des NP préparés à partir de la suspension sont très similaires et suggère que les couches de PDMS et de glycérol peuvent avoir été enlevées ou endommagées par la préparation de la suspension, de la suspension elle-même ou du processus de séchage, avec des signaux dominants de l’Al2O3 ou du TiO2.
Alors que les granulés pressés peuvent offrir des avantages pour la préparation d’échantillons en poudre tels que la facilité de manipulation et la stabilité dans les instruments à ultravide (y compris la capacité de pulvériser sans déloger les NP dans la chambre à vide poussé), les forces élevées impliquées peuvent également endommager les nanoparticules sensibles, comme cela a déjà été vu avec d’autres méthodes de préparation. Un protocole approprié doit être préparé et validé.
Dans le cas des dispersions de NP, la cryofixation des suspensions d’échantillons coulés en goutte évite les effets d’anneau de café (en raison de la fixation instantanée de la suspension de NP et donc de l’élimination des effets de séchage) ainsi que la préservation de structures plus grandes présentes dans la suspension. De plus, l’application de ruban adhésif est évitée. Cela se traduit à son tour par des signaux réduits, qui peuvent être attribués à des sels, des contaminants ou d’autres artefacts de la procédure de préparation de l’échantillon dans les spectres de masse respectifs, comme le montre la figure 9. Le principal avantage de la cryofixation est la capacité de conserver « en l’état » l’espace chimique autour des nanoparticules et/ou l’entité chimique des agglomérats de particules ou des hétéroagglomérats ainsi que leur corrélation avec les caractéristiques biologiques dans les tissus ou les cellules individuelles ou même la colocalisation dans les compartiments intracellulaires, sans perturbation des étapes de manipulation des échantillons telles que le séchage, drop-casting, etc46'47. Nous avons démontré l’applicabilité de la technique de cryofixation dans le présent article et avons mis en évidence les avantages de la cryofixation pour les nanoparticules de TiO2. Nous soulignons que la cryofixation est particulièrement adaptée à l’analyse d’échantillons biologiques dus à leur état naturel sans dislocation de produits chimiques due à des artefacts de préparation d’échantillons. Pour des informations plus détaillées sur les techniques de fixation des échantillons biologiques, le lecteur est référé à la littérature19,25,27,48,49.
| Le XPS | ToF-SIMS | |
| Faisceau de sonde | Photons | Ions |
| Faisceau d’analyse | Électrons | Ions |
| Résolution spatiale* | > 1 μm | 0,1 μm |
| Profondeur d’échantillonnage | 0,5 à 7,5 nm | <2 nm |
| Limite de détection | 0,01 -0,1 atome % | Ppb |
| Quantification | Excellent (semi quantitatif) | Difficile (effets de matrice) |
| Contenu de l’information | Élémentaire Liaison chimique |
Élémentaire Moléculaire |
| Analyse organique | Excellente | Excellent en mode statique |
| * spécifié par le fabricant | ||
Tableau 1 : Comparaison de diverses méthodes d’analyse de surface.
| Méthode | Convient pour | Donne | Avantages | Inconvénients | Prudence | Contrôles | Vérifier |
| Dialyse | Purification | Élimination des stabilisants/impuretés | Simple, peu d’effort, pas d’équipement compliqué | Manque de contrôle sur le processus | Peut causer des dommages aux nanoparticules | Heure | Dommages aux nanoparticules (MEB) |
| Centrifugation/redispersion | Purification | Élimination des stabilisants/impuretés | Plus de contrôle sur le processus, concentration simultanée | Nécessite une centrifugation à forte intensité de main-d’œuvre | Peut provoquer une agrégation ou une agglomération | Vitesse de rotation de la centrifugeuse, quantité de solvant | Agglomération/agrégation/dommages aux nanoparticules (MEB) |
| Coulée de goutte (suspension) | NP conducteurs sans couche externe sensible | Tache enduite relativement épaisse | Un équipement simple et pas compliqué | Peut donner une épaisseur inhomogène, chronophage | La préparation de la suspension peut endommager les coques de NP sensibles | Concentration de la suspension, solvant (mouillabilité du substrat) | Couverture (microscopie optique/XPS) |
| revêtement de spin (suspension) | NP conducteurs ou non conducteurs sans couche externe sensible | Couche homogène mince ou particules simples | Paramètres cohérents | Nécessite la détermination expérimentale des paramètres optimaux | Filtrer la poussière / impuretés, la couverture peut être incohérente | Concentration, paramètres de spin coating, solvant | Préfiltration, couverture, épaisseur de couche (SEM/XPS) |
| « stick and go » (poudre) | NPS inorganique conducteur et non conducteur avec couche externe sensible | Tache de poudre sur l’adhésif | Simple, peu d’effort, pas d’équipement compliqué | Ne convient pas aux NP organiques ou contenant du C, épaisseur de film incohérente | Danger de libération de NP dans les instruments | Fixation des NP sur l’adhésif | Stabilité dans des conditions de vide poussé |
| dépôt dans le trou d’un talon (poudre) | Analyse XPS; particules organiques ou inorganiques conductrices/non conductrices | Échantillon de nanoparticules légèrement pressé | Aucun contact avec d’autres matériaux | Pas de fixation sécurisée des IP; ne convient pas aux ToF-SIMS | Dager de la libération de NP dans les instruments | Aucun | Inclinez légèrement sur le côté, pour vous assurer que la poudre est compactée |
| Granulés pressés (poudre) | NPS conducteur et non conducteur, NP polymères | Granulés solides | Permet l’analyse des NP polymères sous forme de poudre | Peut endommager ou contaminer la surface du NP | Les matériaux doivent être nettoyés à fond pour éviter toute contamination de surface; peut endommager la surface | Taille, pression, temps | Stabilité dans des conditions de vide poussé |
| Cryo-fixation (suspension) | Suspensions NP avec couche de ligand sensible; échantillons biologiques | Échantillon solide | Conserve la morphologie, l’état biologique natif et la couronne, réduit l’effet de l’anneau du café | La préparation sophistiquée et coûteuse et la manipulation des échantillons nécessitent un utilisateur qualifié | degré élevé de compétences requises pour la manipulation et l’entreposage des échantillons | Concentration, taille des gouttelettes, température | Préservation de la vitrification |
Tableau 2 : Comparaison de différentes méthodes de préparation des échantillons.
Figure 1 : Processus de nettoyage des plaquettes de Si. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Spectres XP de la plaquette Si avant et après le nettoyage. Enquête avant (gris) et après (rouge) nettoyage, montrant la diminution de la quantité de carbone de 13 à% à 2 at%. Les spectres ont été obtenus avec un Kratos Supra DLD (Manchester, Royaume-Uni) avec un rayonnement monochromatique Al Kα. Les échantillons ont été fixés avec du ruban adhésif double sur le porte-échantillon, l’énergie de passage était de 80 eV, la largeur de marche de 1 eV, le temps de séjour de 500 ms. Le « mode objectif hybride » a été utilisé. La taille du spot de rayons X était de 300 x 700 μm². Un pistolet d’inondation a été utilisé pour l’indemnisation des charges. Pour l’analyse quantitative, le progiciel UNIFit 202050 a été utilisé, en utilisant les zones de crête des pics photoélectrons correspondants corrigés avec un fond de Tougaard et normalisés avec des facteurs de Scofield, des voies libres moyennes inélastiques et la fonction de transmission. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Effet du nettoyage UV/Ozone sur l’homogénéité de la dispersion des particules dans la coulée en gouttes de nanoparticules noyau-enveloppe PTFE-PMMA à partir d’une suspension aqueuse. Les plaquettes nettoyées aux UV / ozone montrent une diminution significative des anneaux de café, ainsi qu’une meilleure adhérence des particules à la surface. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Options de traitement pour éliminer les impuretés (p. ex. stabilisants) des suspensions de nanoparticules Images SEM montrant l’effet de la dialyse (en haut à droite) et de la centrifugation et de la redisper dispersion en triplicate (en bas à droite) sur des nanoparticules de noyau-enveloppe Au-Ag de 60 nm. Les nanoparticules sont clairement endommagées par la dialyse, tandis que la centrifugation n’a aucun effet visible. Toutes les barres d’échelle sont de 100 nm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Images au microscope optique provenant de la coulée de gouttes de nanoparticules de noyau-enveloppe Au-Ag de 60 nm de diamètre provenant d’une suspension aqueuse sur des plaquettes de silicium, montrant une couverture suffisante après 13 gouttes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Suspension de nanoparticules à revêtement spin, avant (à gauche) et après (à droite) à l’aide d’un filtre à seringue de 0,45 μm. L’amélioration de la qualité après filtration est clairement visible. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Images SEM et spectres XPS de nanoparticules noyau-enveloppe PMMA-PTFE spin-cast à diverses concentrations, montrant l’effet des pics de substrat (d’une couverture insuffisante) sur les spectres XPS. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : Diagramme de score de l’analyse en composantes principales (PCA), dérivé des spectres ToF-SIMS des NP de noyau-coque Al2O3-TiO2 revêtus de glycérol et de PDMS. A) Schéma de la structure NP; (B) Scores et (C) Diagrammes de chargement après analyse ToF-SIMS des méthodes de préparation drop-cast (dispersion) et « stick-and go » (poudre). PC1 représente les pics corrélés aux fragments PDMS ; PC2 sépare les échantillons avec un revêtement organique (échantillons préparés à partir de poudre) à partir de pics Al2O3 apparemment sans revêtement de surface. Les spectres ont été mesurés en mode positif sur un instrument IONTOF ToF-SIMS IV (ION-TOF GmbH, Münster, Allemagne) en mode spectrométrie (HCBU) avec un faisceau d’ions Bi3+ de 25 kV avec une densité de dose maximale de 1012 ions/cm2. Un champ de vision de 150 x 150 μm a été scanné en mode dents de scie avec 125 x 125 pixels. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 9 : Section des spectres de masse ToF-SIMS des NP TiO2. (A) préparé à partir de poudre avec la méthode « stick and go » et (B) après cryofixation de la dispersion NP. Un instrument ToF-SIMS (ION-TOF V; Ion-TOF GmbH, Münster, Allemagne) a été utilisé pour les analyses de spectrométrie de masse avec un pistolet à ions métalliques liquides Bi3+ pulsé de 30 keV (LMIG, courant continu (dc), 16 nA). Chaque spectre a été acquis en balayant le faisceau d’ions sur une surface d’échantillonnage de 500 × 500 μm. Des ions secondaires positifs ont été acquis dans la gamme de masse comprise entre 0 et 1 200 Da à l’aide de 106 impulsions Bi3+. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Discussion
Un certain nombre de méthodes ont été présentées pour la préparation de nanoparticules pour l’analyse de surface à l’aide de XPS et ToF-SIMS. Nous avons résumé les avantages et les inconvénients de ces méthodes, ainsi que les sources possibles d’erreur et d’adéquation pour différents matériaux, dans le tableau 2. Comme le montrent les résultats représentatifs, la préparation de nanoparticules peut fortement influencer le succès de l’analyse de surface résultante. En outre, toutes les méthodes ne conviennent pas à tous les types de particules en raison de facteurs tels que l’interférence du signal avec le substrat ou les matériaux de montage, les effets de charge dans les films épais non conducteurs, l’état des nanoparticules sous forme de poudre ou de suspension, les dommages potentiels aux couches externes sensibles, la destruction des structures biologiques et des informations sur l’agrégation et les interfaces, ou la vulnérabilité des instruments sensibles à vide ultra-poussé aux nanoparticules libres.
Étant donné que les mesures XPS et ToF-SIMS font la moyenne sur une zone plutôt que de mesurer des particules individuelles, il n’est possible d’obtenir des résultats reproductibles qu’à partir de couches homogènes; l’agrégation ou l’agglomération des particules sur le substrat doit donc être évitée. De plus, des couches trop épaisses de matériaux non conducteurs provoquent des effets de charge pendant l’analyse, ce qui peut entraîner des artefacts indésirables dans les spectres, en particulier une charge partielle qui ne peut pas être compensée par un pistolet à inondation. D’autre part, les films incomplets montrent des signaux forts provenant du substrat ou des matériaux de montage (par exemple, les adhésifs), qui peuvent interférer avec les pics sensibles de la surface des particules. L’épaisseur idéale du film dépend du matériau et doit être déterminée expérimentalement par l’analyse de films de différentes épaisseurs. En particulier, les échantillons préparés à l’aide d’un revêtement de spin doivent être analysés avec sem pour assurer l’exhaustivité du revêtement.
Travailler avec des suspensions de NP présente moins de risques d’exposition et d’exigences de sécurité que de travailler avec des poudres de NP. La coulée par goutte est une méthode relativement simple avec de faibles exigences d’équipement et est particulièrement adaptée aux nanoparticules conductrices en suspension où l’épaisseur du film n’est pas un problème. Alors que les échantillons peuvent facilement être séchés dans des conditions atmosphériques, le dessiccateur sous vide sert à réduire le temps de séchage des gouttelettes et à protéger les plaquettes de la contamination. L’anneau Viton est utilisé pour modifier les schémas d’évaporation de la gouttelette et ainsi minimiser la formation d’anneaux de café. Les schémas d’évaporation peuvent également être influencés par la variation de l’hydrophilie du substrat à l’aide de protocoles de nettoyage ou par l’application de revêtements alternatifs51,52, par évaporation dans des atmosphères de solvants53, ou même par le chauffage du substrat54. Le spin-coating est recommandé pour les suspensions de nanoparticules non conductrices en suspension car il est capable de générer une couche de particules homogène suffisamment fine pour éviter les effets de charge, mais suffisamment épaisse pour empêcher le substrat Si de contribuer aux spectres XPS et ToF-SIMS. Pour chaque système NP et concentration individuels, les paramètres de la centrifugeuse et du spin-coating doivent être optimisés, mais peuvent ensuite être reproduits de manière très fiable, même sur différents instruments. Étant donné que la goutte enduite de spin se trouve toujours au milieu de la plaquette, le rayon de rotation n’est pas pertinent et l’unité « tours par minute » (tr/min) peut être utilisée. La suspension pourrait également être déposée sur la plaquette après le démarrage du programme; cependant, cela nécessiterait des paramètres de spin-coating différents et une plus grande quantité de suspension pour obtenir un revêtement plus épais.
En raison de leur taille extrêmement petite, les nanoparticules peuvent se détacher du substrat et se déplacer librement à l’intérieur de la chambre à ultravide lorsqu’elles sont impactées par un faisceau d’ions ou de rayons X. C’est un problème particulier pour les échantillons préparés avec de la poudre. Dans certains cas, les nanoparticules peuvent pénétrer dans les composants sensibles de l’instrument nécessitant une maintenance coûteuse et longue. En raison de la tension d’accélération appliquée, le risque d’endommager les pièces sensibles est plus grand avec ToF-SIMS qu’avec XPS. Les échantillons en poudre, en particulier ceux préparés à l’aide de la méthode « stick and go », doivent être soigneusement vérifiés pour s’assurer que les poudres sont fixées de manière suffisamment sûre, en particulier pour l’analyse ToF-SIMS. Cela peut être confirmé, par exemple, en tenant l’échantillon à l’envers et en soufflant un flux de gaz (par exemple, N2) à travers lui. Avant l’analyse, les échantillons peuvent également être laissés pendant la nuit dans le sas ou une autre chambre d’entrée initiale de l’instrument, où un vide stable peut indiquer qu’il n’y a pas de particules lâches de l’échantillon. Cependant, les nanoparticules préparées sous forme de pastilles peuvent même être pulvérisées (à de faibles tensions d’accélération) sans endommager l’instrument; cette méthode permet d’éliminer les contaminants, en particulier les hydrocarbures, introduits par la presse et peut également permettre l’analyse en vrac des particules.
La préparation des poudres np dans le talon du porte-échantillon permet la préparation d’échantillons avec une géométrie définie et une surface macroscopiquement plane. Les points critiques sont la propreté de l’outil pour presser l’échantillon et l’utilisation d’une basse pression pour éviter les changements dans la surface des nanoparticules dus à cette procédure. Il présente les inconvénients d’avoir besoin d’une quantité relativement élevée de matériau et de problèmes potentiels de perte de matériau dans les instruments à vide poussé. Nous ne recommandons pas cette méthode pour l’analyse ToF-SIMS, car les particules ne sont pas comprimées ou sécurisées de quelque manière que ce soit.
En ce qui concerne le matériau NP, la première considération pour la préparation des échantillons est l’élimination ou la minimisation des interférences entre les NP et les substrats de matériaux similaires; par exemple, les plaquettes de Si sont un substrat inapproprié pour l’analyse des NP de SiO2 à l’aide de XPS et de ToF-SIMS, même avec une couverture d’échantillon suffisante. Les nanoparticules métalliques ou inorganiques peuvent être facilement analysées sous forme de poudre sur un adhésif (en supposant qu’elles ne contiennent pas de couches organiques ou de revêtements) en raison de l’absence d’interférence de signal entre les nanoparticules et l’adhésif double face, une méthode de préparation qui ne serait pas adaptée aux NP polymères. Les nanoparticules métalliques ont plus de flexibilité en termes d’épaisseur de film possible utilisée en raison de l’absence d’effets de charge, et peut être coulé avec relativement peu d’équipement; cependant, ils sont susceptibles de contenir de grandes quantités d’impuretés et de stabilisants de leur synthèse, qui doivent être soigneusement éliminés sans endommager les particules. Les nanoparticules polymères peuvent être plus facilement endommagées par le pressage de la matrice, mais peuvent également se maintenir plus facilement ensemble dans la pastille, en fonction des pressions utilisées. Les granulés ou les revêtements organiques souples sur la surface du NP peuvent également être sensibles aux dommages. Le dépôt direct de la solution peut endommager les revêtements sensibles par la suspension ou le processus de séchage, mais il est avantageux pour l’analyse des NP déjà présents en suspension. La cryofixation est une méthode appropriée pour l’analyse de structures chimiques, de surfaces ou d’interfaces en suspension qui seraient endommagées ou détruites par diverses autres techniques de préparation d’échantillons, mais nécessite un cryoéquipement spécialisé pour XPS et ToF-SIMS46'47.
Bien que cet article décrive plusieurs méthodes exemplaires qui peuvent être utilisées pour la préparation des échantillons, dans tous les cas, la méthode doit être optimisée et validée à l’aide de méthodes analytiques alternatives. Un aperçu détaillé de l’influence des différents facteurs a récemment été publié22. Outre le développement et la validation de méthodes de préparation appropriées, la documentation de ces étapes est également d’une importance capitale40. Cette publication présente quelques méthodes faciles à manipuler et constitue un guide pour modifier ou développer de nouvelles méthodes en fonction des exigences de la tâche spécifique.
Disclosures
Les auteurs n’ont pas d’intérêts concurrents à divulguer.
Acknowledgments
Ce projet a reçu un financement du programme Horizon 2020 de l’Union européenne (H2020) dans le cadre de la convention de subvention n° 720952 (ACEnano). Les auteurs tiennent à remercier Sigrid Benemann pour les mesures SEM, Markus Schneider pour les mesures ToF-SIMS et PCA, et Philipp Reichardt pour l’aide au tournage.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-figure Laboratory balance | Kern & Sohn GmbH | ADB200-4A | |
| 5 mm Pellet die | Specac | GS03060 | |
| Alkali glass cleaning solution | Sigma-Aldrich | Hellmanex™ III Z805939 | Special cleaning solution for cuvettes |
| Carbon adhesive tabs | Plano | "Leit-Tabs" G3347 | |
| Clean laboratory beakers | any | e.g. 300 mL | |
| Cryo-freezer | Electron Microscopy Sciences | EMS-002 Cryo Workstation | |
| Dialysis tube with fasteners | Medicell Membranees Ltd | DTV12000.06.30 | Molecular weight cut-off (MWCO) 12-14 kDa |
| Die press | any | Capable of 2 kN force | |
| Disposable syringe, 1 mL, Luer-slip | TH Geyer | Labsolute 7657545 | Any appropriate volume can be used |
| Double-sided adhesive | 3M | Removable Repositionable Tape 665 | |
| Dry ice | Linde AG | ICEBITZZZ® | For short term storage/cooling |
| Eppendorf transfer pipette and tips | Eppendorf | various | Check correct size for planned pipetting volume |
| Ethanol, ACS grade | Merck KGaA | 1009832500 | |
| FFP2 or FFP3 mask | various | For working with nanoparticles from non-hazardous materials, when not in a fume hood or glove box | |
| Isopropanol, ACS grade | Merck KGaA | 1096342500 | |
| Lab coat, gloves and goggles | any | ||
| Laboratory centrifuge | Eppendorf | Centrifuge 5430 | |
| Laboratory fume hood | any | necessary for working with nanoparticles | |
| Laboratory stirrer & stirrer bar | NeoLab | D-6010 | |
| Lint-free wipes | Kimberley Clark Professional | Kimtech Science Precision wipes | Recommended for working with Si wafers |
| Liquid Nitrogen | Linde AG | Stickstoff flüssig 5.0 | Only for cooling of the cryogen. |
| Microtube/centrifuge tube 1,5 mL | T.H. Geyer GmbH & Co. KG | Labsolute 7696751 | |
| Nitrogen 5.0 | any | 99.999% purity | |
| Pasteur pipette, PE, plastic 3 mL | TH Geyer | Labsolute 7 691 203 | |
| Pasteur pipette, PE, plastic 3 mL | TH Geyer | Labsolute 7 691 203 | |
| Powder sample holder | BAM workshop | "Home-made" sample holder | |
| Propane | Sigma-Aldrich | 769037 | The cryogen should be of highest possible purity. |
| Sample vial or centrifuge tube 1 mL | Greiner Bio-One GmbH | Cellstar 188 261 | Should be capable of being fixed in the Vortexer |
| Silicon wafers | any | ideally 1cm2 pre-cut | |
| Spin-coater | SPS Europe | SPIN150i-NPP | |
| Syringe filter 0,45 µm | Th Geyer | Labsolute 7699803 | For smaller samples; larger versions exist for larger sample volumes |
| ToF-SIMS | IONTOF GmbH | ToF-SIMS IV or V, equipped with Bi LMIG and flood gun | |
| Tweezers for handling Si wafers | any | ||
| ultrapure water | TKA | MicroPure 08.1202 | |
| Ultrasonicator | Bandelin | Sonorex Super | |
| UV/Ozone cleaner | NanoBioAnalytics | UVC-1014 | |
| Vacuum dessicator | any | ||
| Vacuum pump (membrane/diaphragm) | Vacuubrand GmbH | Type MD-4T | |
| Viton O-ring 6.07 x 1.78 mm | Betech GmbH | 2-010, FKM 80 | |
| Vortexer | Heathrow Scientific | Vortexer HS120212 | |
| Wafer Holder 25mm coin style | Semiconductor Production Systems Europe | eWB0091-ASSY-1 | |
| XPS | Kratos | Kratos Axis Ultra DLD |
References
- ISO/TS 18110:2015 in Nanotechnologies - Vocabularies for science, technology and innovation indicators. International Organization for Standardization. , Available from: https://www.iso.org/obp/ui/iso:std:61482:en (2015).
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- EU Regulation Commission. Commission Regulation (EU) 2018/1881. Official Journal of the European. , (2018).
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