Aislamiento de progenitores de megacariocitos de ratón
Summary
Este método describe la purificación por citometría de flujo de MEP y MKp de fémures, tibias y huesos pélvicos de ratones.
Abstract
Los megacariocitos de la médula ósea son células poliploides grandes que aseguran la producción de plaquetas sanguíneas. Surgen de las células madre hematopoyéticas a través de la megacariopoyesis. Las etapas finales de este proceso son complejas y clásicamente involucran a los progenitores bipotentes de megacariocitos-eritrocitos (MEP) y los progenitores de megacariocitos unipotentes (MKp). Estas poblaciones preceden a la formación de megacariocitos de buena fe y, como tales, su aislamiento y caracterización podrían permitir el análisis robusto e imparcial de la formación de megacariocitos. Este protocolo presenta en detalle el procedimiento para recolectar células hematopoyéticas de la médula ósea de ratón, el enriquecimiento de progenitores hematopoyéticos a través del agotamiento magnético y, finalmente, una estrategia de clasificación celular que produce poblaciones MEP y MKp altamente purificadas. Primero, las células de la médula ósea se recolectan del fémur, la tibia y también la cresta ilíaca, un hueso que contiene un alto número de progenitores hematopoyéticos. El uso de huesos de la cresta ilíaca aumenta drásticamente el número total de células obtenidas por ratón y, por lo tanto, contribuye a un uso más ético de los animales. Se optimizó un agotamiento del linaje magnético utilizando perlas magnéticas de 450 nm que permiten una clasificación celular muy eficiente por citometría de flujo. Finalmente, el protocolo presenta la estrategia de etiquetado y gating para la clasificación de las dos poblaciones progenitoras de megacariocitos altamente purificadas: MEP (Lin–Sca-1–c-Kit+CD16/32–CD150+CD9dim)y MKp (Lin– Sca-1–c-Kit+CD16/32–CD150+CD9brillante) ). Esta técnica es fácil de implementar y proporciona suficiente material celular para realizar i) caracterización molecular para un conocimiento más profundo de su identidad y biología, ii) ensayos de diferenciación in vitro, que proporcionarán una mejor comprensión de los mecanismos de maduración de los megacariocitos, o iii) modelos in vitro de interacción con su microambiente.
Introduction
Las plaquetas sanguíneas son producidas por los megacariocitos. Estas grandes células poliploides se localizan en la médula ósea y como para todas las células sanguíneas se derivan de las Células Madre Hematopoyéticas (HSC)1. La vía clásica de producción de megacariocitos en la médula ósea se origina a partir de HSC e implica la generación de diferentes progenitores que restringen progresivamente su potencial de diferenciación2. El primer progenitor que firma el compromiso con el linaje megacariocítico es el Progenitor Megacariocito-Eritrocito (MEP), un progenitor bipotente capaz de producir tanto células eritroides como megacariocitos3,4,5. El MEP produce entonces un progenitor/precursor unipotente (MKp) que se diferenciará en un megacariocito maduro capaz de producir plaquetas. Los mecanismos implicados en la generación de estos progenitores, así como su diferenciación y maduración en megacariocitos son complejos y sólo parcialmente comprendidos. Además, la heterogeneidad de la población DE MEP en términos de potencial de diferenciación y el nivel de compromiso intrínseco de estas células aún no están claros. Para descifrar estos procesos, es esencial obtener (o tener acceso a) poblaciones purificadas de MEP y MKp para análisis moleculares finos y unicelulares.
Varios estudios han demostrado combinaciones particulares de marcadores de superficie celular para la identificación de progenitores comprometidos con el linaje megacariocítico en elratón 6,7,8. A partir de estos se ideó un método que permite la purificación de MEP y MKp de ratones. Este método fue optimizado para obtener células en número y calidad adecuados para un gran número de ensayos. Con consideraciones éticas en mente, y con el fin de minimizar el número de animales involucrados en los experimentos, obtuvimos la recolección de la médula ósea del fémur y la tibia, y también de la cresta ilíaca. Este hueso contiene una alta frecuencia y número de progenitores hematopoyéticos y la mayoría de las veces se daña durante la recolección ósea larga. Aquí se presenta un método detallado para la recolección confiable de este hueso.
El segundo criterio de optimización es producir poblaciones celulares altamente purificadas. Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS) es un método de elección para obtener poblaciones purificadas de células de interés. Sin embargo, los bajos rendimientos se alcanzan cuando la población celular de interés es muy rara. Por lo tanto, son necesarios procedimientos de enriquecimiento. En este protocolo, se optó por un procedimiento de selección negativa utilizando perlas magnéticas.
Protocol
Representative Results
Discussion
El método descrito en este documento permite la extracción y purificación de MEP y MKp de ratón. Un parámetro importante en la optimización del protocolo fue obtener un número suficiente de células que fueran compatibles con la mayoría de los ensayos moleculares y celulares. La práctica general de la recolección de hueso de ratón para la extracción de células hematopoyéticas generalmente consiste en cosechar tanto los fémures como las tibias de cada ratón. Por lo tanto, el hueso pélvico, otra fuente de …
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Los autores desean agradecer a Monique Freund, Catherine Ziessel y Ketty por su asistencia técnica. Este trabajo fue apoyado por ARMESA (Association de Recherche et Développement en Médecine et Santé Publique), y por Grant ANR-17-CE14-0001-01 a Henri.de la. Salle.
Materials
| 21-gauge needles | BD Microlance | 301155 | |
| 7AAD | Sigma-Aldrich | A9400 | |
| Antibody Gr-1-biotin | eBioscience | 13-5931-85 | Magnetic depletion |
| Antibody B220-biotin | eBioscience | 13-0452-85 | Magnetic depletion |
| Antibody Mac-1-biotin | eBioscience | 13-0112-85 | Magnetic depletion |
| Antibody CD3e-biotin | eBioscience | 13-0031-85 | Magnetic depletion |
| Antibody CD4-biotin | eBioscience | 13-9766-82 | Magnetic depletion |
| Antibody CD5-biotin | eBioscience | 13-0051-85 | Magnetic depletion |
| Antibody CD8a-biotin | eBioscience | 13-0081-85 | Magnetic depletion |
| Antibody TER119-biotin | eBioscience | 13-5921-85 | Magnetic depletion |
| Antibody CD127-biotin | eBioscience | 13-1271-85 | Magnetic depletion |
| Antibody CD45-FITC | eBioscience | 11-0451-85 | Cell sorting |
| Antibody CD45-PE | eBioscience | 12-0451-83 | Cell sorting |
| Antibody TER119-APC | eBioscience | 17-5921-83 | Cell sorting |
| Antibody CD45-PECy7 | eBioscience | 25-0451-82 | Cell sorting |
| Antibody CD45-biotin | eBioscience | 13-0451-85 | Cell sorting |
| Antibody CD9-FITC | eBioscience | 11-0091-82 | Cell sorting |
| Antibody c-kit-APC | eBioscience | 17-1171-83 | Cell sorting |
| Antibody Sca-1-PE | eBioscience | 12-5981-83 | Cell sorting |
| Antibody CD16/32-PE | eBioscience | 12-0161-83 | Cell sorting |
| Antibody CD150-PECy7 | eBioscience | 25-1502-82 | Cell sorting |
| Culture medium StemSpan-SFEM | Stemcell technologies | #09650 | |
| Dissection pad | Fisher Scientific | 10452395 | |
| DPBS | Life Technologies | 14190-094 | |
| Ethanol | vWR Chemicals | 83813.360 | |
| Forceps | Euronexia | P-120-AS | |
| Glass pasteur pipette | Dutscher | 42011 | |
| Magnet : DynaMag-5 | Thermo Fisher Scientific | 12303D | |
| Magnetic beads: Dynabeads Sheep Anti-Rat IgG | Thermo Fisher Scientific | 11035 | |
| Megacult | Stemcell technologies | #04970 | |
| MethoCult SF M3436 | Stemcell technologies | #03436 | |
| Newborn Calf Serum | Dutscher | 50750-500 | |
| Red Cell Lysis solution | BD Bioscience | 555899 | |
| Scalpels | Fisher Scientific | 12308009 | |
| Scissors | Euronexia | C-165-ASB | |
| Sterile 1 mL syringes | BD Bioscience | 303172 | |
| Sterile 15mL tubes | Sarstedt | 62.554.502 | |
| Sterile 5mL polypropylene tubes | Falcon | 352063 | |
| Sterile 5mL polystyrene tubes | Falcon | 352054 | |
| Sterile tubes with 70µm cell strainer cap | Falcon | 352235 | |
| Sterile petri dish | Falcon | 353003 | |
| Streptavidin-APC-Cy7 | BD Biosciences | 554063 | Cell sorting |
| Tube roller | Benchmark Scientific | R3005 |
Riferimenti
- Kaushansky, K. Historical review: megakaryopoiesis and thrombopoiesis. Blood. 111 (3), 981-986 (2008).
- Akashi, K., Traver, D., Miyamoto, T., Weissman, I. L. A clonogenic common myeloid progenitor that gives rise to all myeloid lineages. Nature. 404 (6774), 193-197 (2000).
- Debili, N., et al. Characterization of a bipotent erythro-megakaryocytic progenitor in human bone marrow. Blood. 88 (4), 1284-1296 (1996).
- Forsberg, E. C., Serwold, T., Kogan, S., Weissman, I. L., Passegué, E. New evidence supporting megakaryocyte-erythrocyte potential of flk2/flt3+ multipotent hematopoietic progenitors. Cell. 126 (2), 415-426 (2006).
- Vannucchi, A. M., et al. Identification and characterization of a bipotent (erythroid and megakaryocytic) cell precursor from the spleen of phenylhydrazine-treated mice. Blood. 95 (8), 2559-2568 (2000).
- Pronk, C. J., et al. Elucidation of the phenotypic, functional, and molecular topography of a myeloerythroid progenitor cell hierarchy. Cell Stem Cell. 1 (4), 428-442 (2007).
- Nakorn, T. N., Miyamoto, T., Weissman, I. L. Characterization of mouse clonogenic megakaryocyte progenitors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (1), 205-210 (2003).
- Ng, A. P., et al. Characterization of thrombopoietin (TPO)-responsive progenitor cells in adult mouse bone marrow with in vivo megakaryocyte and erythroid potential. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (7), 2364-2369 (2012).
- Strassel, C., et al. Hirudin and heparin enable efficient megakaryocyte differentiation of mouse bone marrow progenitors. Experimental Cell Research. 318 (1), 25-32 (2012).
- Brouard, N., et al. A unique microenvironment in the developing liver supports the expansion of megakaryocyte progenitors. Blood Advances. 1 (21), 1854-1866 (2017).
- Boscher, J., Gachet, C., Lanza, F., Léon, C. Megakaryocyte culture in 3D methylcellulose-based hydrogel to improve cell maturation and study the impact of stiffness and confinement. Journal of Visualized Experiments:JOVE. , (2021).
- Sanjuan-Pla, A., et al. Platelet-biased stem cells reside at the apex of the haematopoietic stem-cell hierarchy. Nature. 502 (7470), 232-236 (2013).
- Haas, S., et al. Inflammation-driven fast-track differentiation of HSCs into the megakaryocytic lineage. Experimental Hematology. 42 (8), 14 (2014).
- Shin, J. Y., Hu, W., Naramura, M., Park, C. Y. High c-Kit expression identifies hematopoietic stem cells with impaired self-renewal and megakaryocytic bias. The Journal of Experimental Medicine. 211 (2), 217-231 (2014).
