ACT1-CUP1-testen bepalen de substraatspecifieke gevoeligheden van spliceosomale mutanten in ontluikende gist
Summary
De ACT1-CUP1-test, een kopergroeitest, biedt een snelle uitlezing van precursor messenger RNA (pre-mRNA) splicing en de impact die mutante splicingfactoren hebben op de spliceosomale functie. Deze studie biedt een protocol en benadrukt het maatwerk dat mogelijk is om de splicingvraag van belang aan te pakken.
Abstract
Mutaties geïntroduceerd in het spliceosoom of zijn substraat hebben aanzienlijk bijgedragen aan ons begrip van de fijne kneepjes van de spliceosomale functie. Of het nu gaat om ziektegerelateerde of functioneel geselecteerde mutaties, veel van deze mutaties zijn bestudeerd met behulp van groeitests in het modelorganisme Saccharomyces cerevisiae (gist). De splicing-specifieke kopergroeitest, of ACT1-CUP1-assay, biedt een uitgebreide analyse van mutatie op fenotypisch niveau. De ACT1-CUP1-test maakt gebruik van verslaggevers die kopertolerantie verlenen wanneer deze correct worden gesplitst. Dus, in aanwezigheid van koper, correleren veranderingen in de levensvatbaarheid van gist met veranderingen in mRNA-productie door splicing. In een typisch experiment wordt het gistspliceosoom uitgedaagd met verschillende niet-consensus splicing-verslaggevers en de splicingfactormutatie van belang om een synergetische of antithetische impact op splicing te detecteren. Hier wordt een volledige beschrijving gegeven van koperplaatbereiding, plating van gistcellen en gegevensevaluatie. Een selectie van complementaire experimenten wordt beschreven, waarbij de veelzijdigheid van de ACT1-CUP1-verslaggevers wordt benadrukt. De ACT1-CUP1 assay is een handig hulpmiddel in de splicing toolbox dankzij de directe uitlezing van mutatie-effect(en) en de vergelijkende mogelijkheden van het voortdurende gebruik in het veld.
Introduction
Het spliceosoom is een grote, biologische machine die de verwijdering van introns katalyseert, niet-coderende gebieden in precursor messenger RNA (pre-mRNA)1,2. Het karakteriseren van het effect van een single point mutant in 1 van de bijna 100 eiwitten en 5 niet-coderende RNA’s is vaak dubbelzinnig bij het bestuderen van het eiwit of RNA in isolatie. De verandering in de functie van de gemuteerde component kan het best in vivo worden geëvalueerd in de context van het volledige, functionerende spliceosoom.
De hier beschreven kopergroeitest is een snelle graadmeter voor de splicing-efficiëntie in Saccharomyces cerevisiae of ontluikende gist. Ontwikkeld door C.F. Lesser en C. Guthrie en gepubliceerd in 1993, combineert deze test het gemak van het werken met een eenvoudig modelorganisme en de eenvoudige uitlezing van de levensvatbaarheid van cellen3. De levensvatbaarheid correleert met hoe goed de spliceosomen in deze cellen het transcript van de verslaggever kunnen herkennen en splitsen.
Deze kopergroeitest wordt vaker de ACT1-CUP1-test genoemd. De naam ACT1-CUP1 is afkomstig van de twee genen die zijn gefuseerd om een verslaggever van splicing-efficiëntie te creëren. ACT1 is het actinegen van gist, dat sterk tot expressie komt en een efficiënt gesplitst intron 4,5 heeft. Cup1p is een koperchelator die koper in de cel vastlegt om interferentie met reguliere cellulaire functies te voorkomen 6,7,8. De ACT1-CUP1-reporter bevat deze genen in volgorde, zodat CUP1 alleen in het juiste leesframe is als pre-mRNA-splicing van ACT1’s intron optreedt (figuur 1). Het resulterende fusie-eiwit bevat de eerste 21 aminozuren van actine en het Cup1p-eiwit over de volledige lengte, wat de levensvatbaarheid van gist in een koperrijke omgeving verhoogt3. Een toename van de hoeveelheid splicing van de reporter resulteert dus in een hogere concentratie Cup1p en een hogere koperweerstand (figuur 1). In vergelijking met andere reportergenen beïnvloedt CUP1 de levensvatbaarheid van cellen, zelfs op lage niveaus, heeft het een breed gevoeligheidsbereik en kan het worden gebruikt om direct te selecteren op splicingmutaties 3,6,7. Bovendien is CUP1 niet essentieel voor standaard gistgroei, en dus wordt cellulaire homeostase niet beïnvloed tijdens het opzetten van deze test. Aanvullend op deletie- of temperatuurgroeitests biedt ACT1-CUP1 informatie over de effecten op splicing onder verder optimale gistgroeiomstandigheden.
Het spliceosoom herkent zijn substraat door middel van drie intronische sequenties, namelijk de 5′ splice site (5′ SS), branch-site (BS) en 3′ splice site (3′ SS). Er zijn talloze ACT1-CUP1-verslaggevers gegenereerd met niet-consensussequenties op deze sites. Een selectie van de meest voorkomende ACT1-CUP1-verslaggevers is weergegeven in figuur 1 en tabel 1. Aangezien het spliceosoom op unieke wijze op verschillende punten in de splicingcyclus met elke splicelocatie interageert, kan de robuustheid van het spliceosoom in verschillende stappen worden getest op basis van welke niet-consensusrapporteur wordt gebruikt. Niet-consensusverslaggevers worden genoemd naar de gemuteerde positie binnen het intron en de basis waarop het was gemuteerd. A3c is bijvoorbeeld een verslaggever met een mutatie op de 5′ SS, specifiek positie 3 van de consensus adenosine naar een cytosine. Deze reporter zal sterk interageren met spliceosoommutaties die van invloed zijn op de 5’s SS-selectie en -gebruik. In hun eerste studie bepaalden Lesser en Guthrie welke 5′ SS-mutaties splicingremden 3. Later datzelfde jaar werden niet-consensusverslaggevers op alle drie de splice-sites gepubliceerd door Burgess en Guthrie in een suppressorscreening van mutaties in de ATPase Prp16p9. Door consensus te vergelijken met niet-consensusverslaggevers, is de ACT1-CUP1-test een belangrijke sleutel geweest om de robuustheid en selectiviteit van het gistspliceosoom te begrijpen en om de functie van de spliceosomen van andere eukaryoten af te leiden.
Aangezien niet-consensus ACT1-CUP1-verslaggevers het spliceosoom sensibiliseren voor verdere verstoring, kan de impact van een enkele splicingfactormutatie worden gekarakteriseerd door de verslaggevers die het positief of negatief beïnvloedt. Dit is op verschillende manieren toegepast op het splitsen van onderzoeksvragen. Ten eerste kan en is de ACT1-CUP1-test gebruikt als een genetische screening voor mutaties in splicingfactoren. Prp8p, het grootste splicing-eiwit, dient bijvoorbeeld als een platform waarop de RNA-kern van het spliceosoom de splicingreactie katalyseert. Dit werd gedeeltelijk afgeleid door hoe Prp8p-mutanten de splicing van verschillende ACT1-CUP1-verslaggeversverbeterden of verminderden 10,11,12,13,14,15,16,17. Andere eiwitcomponenten van het spliceosoom zijn ook onderzocht met ACT1-CUP1, waaronder Hsh155p, Cwc2p, Cef1p en Ecm2p 18,19,20,21,22,23,24,25. De energetische drempels voor Prp16p en vier andere ATPasen die betrokken zijn bij spliceosomale overgang zijn ook bestudeerd met deze assay 9,26,27,28,29,30. De kleine nucleaire RNA’s (snRNA’s) zijn ook uitgebreid bestudeerd met behulp van ACT1-CUP1 om de pre-mRNA-sequenties te identificeren die ze coördineren en de veranderingen in secundaire structuur die de snRNA’s ondergaan tijdens splicing 3,31,32,33,34,35,36,37.
De ACT1-CUP1-test vereist een giststam waarbij alle kopieën van het CUP1-gen zijn uitgeschakeld. Omdat CUP1 een hoog kopienummer 6,38 kan hebben, kan de voorbereiding van een volledige knock-out stam meerdere rondes of uitgebreide screening vereisen. Als gevolg hiervan zijn cup1Δ-giststammen vaak gedeeld tussen laboratoria, net als de verslaggevers.
Als mutatie(s) in een splicingfactor worden beoordeeld op basis van een plasmidekopie, moet het wild-type gen voor deze factor worden uitgeschakeld. Bovendien moet de gistachtergrond de selectie van ten minste twee plasmiden mogelijk maken, één met een ACT1-CUP1-verslaggever, historisch gezien op een leucine-nutriëntenselectieplasmide, en één met een mutatie of verstoring in de splicingmachinerie die zal worden bestudeerd (figuur 2). Meestal zullen in een enkele test meerdere giststammen, elk met de query splicing perturbation (QSP) en een andere reporter, de impact van de query op splicing testen.
De onafhankelijke variabelen in de ACT1-CUP1-test stellen een onderzoeker in staat om de ernst van een QSP te beoordelen. Deze onafhankelijke variabelen zijn de concentratie van koper en de selectie van meerdere niet-consensus splicing reporters. Ten eerste, aangezien de giststammen worden gekweekt op platen die een reeks koperconcentraties bevatten (figuur 2), omvat het opzetten van de test het selecteren van de gradiënt van de gebruikte concentraties. Studies kunnen een cursus koperconcentratiegradiënt gebruiken om een eerste uitlezing van levensvatbaarheid te krijgen en vervolgens de test herhalen met een fijnere gradiënt om subtiele levensvatbaarheidsverschillen te identificeren. De tweede variabele is het brede scala aan ACT1-CUP1-melders dat kan worden getest (figuur 1 en tabel 1). Als de QSP de levensvatbaarheid van gist anders beïnvloedt in de aanwezigheid van een niet-consensusrapporteur versus wild-type, kan een conclusie worden getrokken dat de QSP een stap in splicing of een gebied van het spliceosoom beïnvloedt dat belangrijk is tijdens de herkenning of verwerking van dat gebied van het intron.
De gistenkist is uitgebreid en de ACT1-CUP1-test is een integraal onderdeel van splicing-onderzoek. De ACT1-CUP1-test wordt vaak uitgevoerd naast een meer diepgaande genetische, structurele en / of biochemische analyse van de impact van een QSP. Aangezien deze meer gedetailleerde studies over het algemeen een langere procedure en/of een hoger prijskaartje hebben, is een frequente aanpak het eerst screenen op interessante mutanten met ACT1-CUP1.
Hier wordt een ACT1-CUP1-testprotocol verstrekt, inclusief koperplaatvoorbereiding. Deze test biedt onderzoekers een eerste antwoord op het effect van een QSP op splicing en welke intronische regio’s het meest worden beïnvloed door de verstoring.
Protocol
Representative Results
Discussion
ACT1-CUP1 is een groeitest en er moet voor worden gezorgd dat waargenomen groeiverschillen alleen kunnen worden toegeschreven aan splicingdefecten. Alle stammen moeten op dezelfde manier worden behandeld voorafgaand aan het beplateren, inclusief een vergelijkbare lengte en type groei- en opslagomstandigheden. Bij gebruik van temperatuurgevoelige stammen mogen ACT1-CUP1-testen alleen worden uitgevoerd onder omstandigheden waarin die stammen vergelijkbaar zijn met wild type. In verband hiermee wordt voor de QSP-component g…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dank aan Aaron Hoskins en de Hoskins-lableden van de Universiteit van Wisconsin-Madison voor het gebruik van giststammen en apparatuur bij het genereren van figuren 3-5. Dank aan Harpreet Kaur en Xingyang Fu voor hun inzichtelijke commentaar op het manuscript. Bedankt aan de ondersteunende studenten, medewerkers en faculteit van northwest university tijdens het schrijven, monteren en filmen van dit artikel. Bedankt aan Isabelle Marasigan voor hulp bij het filmen van deze methode.
Materials
| 1.5 mL sterile microcentrifuge tubes | Fisher Scientific | 05-408-129 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| 2 mL sterile microcentrifuge tubes | Fisher Scientific | 05-408-138 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| 50 mL sterile centrifuge tubes | Fisher Scientific | 07-201-332 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| 96-well round bottom microplate | Fisher Scientific | 07-200-760 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| 190 proof ethanol | Fisher Scientific | 22-032-600 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| 500 mL Filter System (0.22 µm) | CellTreat Scientific Products | 229707 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Agar | Fisher Scientific | BP1423-500 | Any molecular grade agar will work. |
| Autoclave | Tuttnauer | 3870EA | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Bunsen burner | Humboldt | PN6200.1 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Cell Density Meter | VWR | 490005-906 | Or other spectral device that can measure absorbance at 595 nm. |
| Copper sulfate Pentahydrate | Fisher Scientific | LC134051 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Digital imaging system | Cytiva | 29399481 | ImageQuant 4000 (used for Figure 3), Amersham ImageQuant 800, or comparable item from a different manufacturer. |
| Dropout mix (-Leu) | USBiological Life Sciences | D9525 | Use the appropriate drop out mix for your experiment. It is possible you will be using a yeast nutrient marker for your query perturbation also. In that case, the drop out mix should be for that marker and Leu |
| D-Glucose | Fisher Scientific | AAA1682836 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Gel band quantifying software | Cytiva | 29-0006-05 | ImageQuant TL v8.1 (used for figure 5A) or comparable item from a different manufacturer. |
| Hand held camera | Nikon | D3500 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Near infra-red gel imaging device | Cytiva | 29238583 | Amersham Typhoon NIR (used for Figure 5a) or comparable item from a different manufacturer. |
| Laboratory grade clamp | Fisher Scientific | 05-769-7Q | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Laboratory grade stand and clamp | Fisher Scientific | 12-000-101 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Magnetic stir bars | Fisher Scientific | 14-513-51 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Pin replicator | VP Scientific | VP 407AH | |
| Semi-micro disposable cuvettes | VWR | 97000-590 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Shaker | JEIO Tech | IST-3075 | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Spectrophotometer | Biowave | 80-3000-45 | Or any spectophotometer that can measure the absorbance at 600 nm. |
| Square plates | VWR | 102091-156 | Circular plates may also be used though are more challenging if using a pin replicator. |
| Stir plate | Fisher Scientific | 11-520-16S | Or comparable item from a different manufacturer. |
| Yeast nitrogen base | USBiological Life Sciences | Y2025 | Or comparable item from a different manufacturer. |
References
- Wahl, M. C., Will, C. L., Luhrmann, R. The spliceosome: Design principles of a dynamic RNP machine. Cell. 136 (4), 701-718 (2009).
- Wilkinson, M. E., Charenton, C., Nagai, K. RNA splicing by the spliceosome. Annual Review of Biochemistry. 89, 359-388 (2020).
- Lesser, C. F., Guthrie, C. Mutational analysis of pre-mRNA splicing in Saccharomyces cerevisiae using a sensitive new reporter gene, CUP1. Genetics. 133 (4), 851-863 (1993).
- Ng, R., Abelson, J. Isolation and sequence of the gene for actin in Saccharomyces cerevisiae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 77 (7), 3912-3916 (1980).
- Gallwitz, D., Sures, I. Structure of a split yeast gene: Complete nucleotide sequence of the actin gene in I. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 77 (5), 2546-2550 (1980).
- Fogel, S., Welch, J. W., Cathala, G., Karin, M. Gene amplification in yeast: CUP1 copy number regulates copper resistance. Current Genetics. 7 (5), 347-355 (1983).
- Hamer, D. H., Thiele, D. J., Lemontt, J. E. Function and autoregulation of yeast copperthionein. Science. 228 (4700), 685-690 (1985).
- Winge, D. R., Nielson, K. B., Gray, W. R., Hamer, D. H. Yeast metallothionein. Sequence and metal-binding properties. Journal of Biological Chemistry. 260 (27), 14464-14470 (1985).
- Burgess, S. M., Guthrie, C. A mechanism to enhance mRNA splicing fidelity: The RNA-dependent ATPase Prp16 governs usage of a discard pathway for aberrant lariat intermediates. Cell. 73 (7), 1377-1391 (1993).
- Collins, C. A., Guthrie, C. Allele-specific genetic interactions between Prp8 and RNA active site residues suggest a function for Prp8 at the catalytic core of the spliceosome. Genes & Development. 13 (15), 1970-1982 (1999).
- Siatecka, M., Reyes, J. L., Konarska, M. M. Functional interactions of Prp8 with both splice sites at the spliceosomal catalytic center. Genes & Development. 13 (15), 1983-1993 (1999).
- Umen, J. G., Guthrie, C. Mutagenesis of the yeast gene PRP8 reveals domains governing the specificity and fidelity of 3′ splice site selection. Genetics. 143 (2), 723-739 (1996).
- Grainger, R. J., Beggs, J. D. Prp8 protein: At the heart of the spliceosome. RNA. 11 (5), 533-557 (2005).
- Query, C. C., Konarska, M. M. Suppression of multiple substrate mutations by spliceosomal prp8 alleles suggests functional correlations with ribosomal ambiguity mutants. Molecular Cell. 14 (3), 343-354 (2004).
- Konarska, M. M., Vilardell, J., Query, C. C. Repositioning of the reaction intermediate within the catalytic center of the spliceosome. Molecular Cell. 21 (4), 543-553 (2006).
- Liu, L., Query, C. C., Konarska, M. M. Opposing classes of prp8 alleles modulate the transition between the catalytic steps of pre-mRNA splicing. Nature Structural and Molecular Biology. 14 (6), 519-526 (2007).
- MacRae, A. J., et al. Prp8 positioning of U5 snRNA is linked to 5′ splice site recognition. RNA. 24 (6), 769-777 (2018).
- Query, C. C., Konarska, M. M. CEF1/CDC5 alleles modulate transitions between catalytic conformations of the spliceosome. RNA. 18 (5), 1001-1013 (2012).
- Tang, Q., et al. SF3B1/Hsh155 HEAT motif mutations affect interaction with the spliceosomal ATPase Prp5, resulting in altered branch site selectivity in pre-mRNA splicing. Genes & Development. 30 (24), 2710-2723 (2016).
- Carrocci, T. J., Zoerner, D. M., Paulson, J. C., Hoskins, A. A. SF3b1 mutations associated with myelodysplastic syndromes alter the fidelity of branchsite selection in yeast. Nucleic Acids Research. 45 (8), 4837-4852 (2017).
- Kaur, H., Groubert, B., Paulson, J. C., McMillan, S., Hoskins, A. A. Impact of cancer-associated mutations in Hsh155/SF3b1 HEAT repeats 9-12 on pre-mRNA splicing in Saccharomyces cerevisiae. PLoS One. 15 (4), 0229315 (2020).
- vander Feltz, C., et al. Saccharomyces cerevisiae Ecm2 modulates the catalytic steps of pre-mRNA splicing. RNA. 27 (5), 591-603 (2021).
- Carrocci, T. J., Paulson, J. C., Hoskins, A. A. Functional analysis of Hsh155/SF3b1 interactions with the U2 snRNA/branch site duplex. RNA. 24 (8), 1028-1040 (2018).
- Hogg, R., de Almeida, R. A., Ruckshanthi, J. P., O’Keefe, R. T. Remodeling of U2-U6 snRNA helix I during pre-mRNA splicing by Prp16 and the NineTeen Complex protein Cwc2. Nucleic Acids Research. 42 (12), 8008-8023 (2014).
- Hansen, S. R., Nikolai, B. J., Spreacker, P. J., Carrocci, T. J., Hoskins, A. A. Chemical inhibition of pre-mRNA splicing in living Saccharomyces cerevisiae. Cell Chemical Biology. 26 (3), 443-448 (2019).
- Xu, Y. Z., Query, C. C. Competition between the ATPase Prp5 and branch region-U2 snRNA pairing modulates the fidelity of spliceosome assembly. Molecular Cell. 28 (5), 838-849 (2007).
- Staley, J. P., Guthrie, C. An RNA switch at the 5′ splice site requires ATP and the DEAD box protein Prp28p. Molecular Cell. 3 (1), 55-64 (1999).
- Bousquet-Antonelli, C., Presutti, C., Tollervey, D. Identification of a regulated pathway for nuclear pre-mRNA turnover. Cell. 102 (6), 765-775 (2000).
- Villa, T., Guthrie, C. The Isy1p component of the NineTeen complex interacts with the ATPase Prp16p to regulate the fidelity of pre-mRNA splicing. Genes & Development. 19 (16), 1894-1904 (2005).
- Mayas, R. M., Maita, H., Staley, J. P. Exon ligation is proofread by the DExD/H-box ATPase Prp22p. Nature Structure and Molecular Biology. 13 (6), 482-490 (2006).
- Lesser, C. F., Guthrie, C. Mutations in U6 snRNA that alter splice site specificity: Implications for the active site. Science. 262 (5142), 1982-1988 (1993).
- McPheeters, D. S. Interactions of the yeast U6 RNA with the pre-mRNA branch site. RNA. 2 (11), 1110-1123 (1996).
- Perriman, R. J., Ares, M. Rearrangement of competing U2 RNA helices within the spliceosome promotes multiple steps in splicing. Genes & Development. 21 (7), 811-820 (2007).
- Mefford, M. A., Staley, J. P. Evidence that U2/U6 helix I promotes both catalytic steps of pre-mRNA splicing and rearranges in between these steps. RNA. 15 (7), 1386-1397 (2009).
- Hilliker, A. K., Mefford, M. A., Staley, J. P. U2 toggles iteratively between the stem IIa and stem IIc conformations to promote pre-mRNA splicing. Genes & Development. 21 (7), 821-834 (2007).
- Wu, G., et al. Pseudouridines in U2 snRNA stimulate the ATPase activity of Prp5 during spliceosome assembly. EMBO Journal. 35 (6), 654-667 (2016).
- Crotti, L. B., Bacikova, D., Horowitz, D. S. The Prp18 protein stabilizes the interaction of both exons with the U5 snRNA during the second step of pre-mRNA splicing. Genes & Development. 21 (10), 1204-1216 (2007).
- Fogel, S., Welch, J. W. Tandem gene amplification mediates copper resistance in yeast. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 79 (17), 5342-5346 (1982).
- Gardner, J. M., Jaspersen, S. L. Manipulating the yeast genome: Deletion, mutation, and tagging by PCR. Methods Molecular Biology. 1205, 45-78 (2014).
- JoVE. Yeast Transformation and Cloning. In Biology I: yeast, Drosophila and C. Elegant. JoVE Science Education Database. , (2021).
- Gietz, R. D., Woods, R. A. Yeast transformation by the LiAc/SS Carrier DNA/PEG method. Methods Molecular Biology. 313, 107-120 (2006).
- Gietz, R. D., Woods, R. A. Genetic transformation of yeast. Biotechniques. 30 (4), 816 (2001).
- Mayerle, M., et al. Structural toggle in the RNaseH domain of Prp8 helps balance splicing fidelity and catalytic efficiency. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (18), 4739-4744 (2017).
- Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Beier, D. H., et al. Dynamics of the DEAD-box ATPase Prp5 RecA-like domains provide a conformational switch during spliceosome assembly. Nucleic Acids Research. 47 (20), 10842-10851 (2019).
- vander Feltz, C., DeHaven, A. C., Hoskins, A. A. Stress-induced pseudouridylation alters the structural equilibrium of yeast U2 snRNA Stem II. Journal of Molecular Biology. 430 (4), 524-536 (2018).
- Rodgers, M. L., Didychuk, A. L., Butcher, S. E., Brow, D. A., Hoskins, A. A. A multi-step model for facilitated unwinding of the yeast U4/U6 RNA duplex. Nucleic Acids Research. 44 (22), 10912-10928 (2016).
- Stutz, F., Rosbash, M. A functional interaction between Rev and yeast pre-mRNA is related to splicing complex formation. EMBO Journal. 13 (17), 4096-4104 (1994).
- Libri, D., Lescure, A., Rosbash, M. Splicing enhancement in the yeast rp51b intron. RNA. 6 (3), 352-368 (2000).
- Libri, D., Stutz, F., McCarthy, T., Rosbash, M. RNA structural patterns and splicing: Molecular basis for an RNA-based enhancer. RNA. 1 (4), 425-436 (1995).
- Howe, K. J., Kane, C. M., Ares, M. Perturbation of transcription elongation influences the fidelity of internal exon inclusion in Saccharomyces cerevisiae. RNA. 9 (8), 993-1006 (2003).
- Cuenca-Bono, B., et al. SUS1 introns are required for efficient mRNA nuclear export in yeast. Nucleic Acids Research. 39 (19), 8599-8611 (2011).
- Scherrer, F. W., Spingola, M. A subset of Mer1p-dependent introns requires Bud13p for splicing activation and nuclear retention. RNA. 12 (7), 1361-1372 (2006).
- Hálová, M., et al. Nineteen complex-related factor Prp45 is required for the early stages of cotranscriptional spliceosome assembly. RNA. 23 (10), 1512-1524 (2017).
- Umen, J. G., Guthrie, C. A novel role for a U5 snRNP protein in 3′ splice site selection. Genes & Development. 9 (7), 855-868 (1995).
- Crotti, L. B., Horowitz, D. S. Exon sequences at the splice junctions affect splicing fidelity and alternative splicing. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (45), 18954-18959 (2009).
- Perriman, R., Ares, M. Invariant U2 snRNA nucleotides form a stem loop to recognize the intron early in splicing. Molecular Cell. 38 (3), 416-427 (2010).
