L’infection intracérébrale par le virus de l’encéphalomyélite murine de Theiler (TMEV) chez les souris C57BL/6 reproduit bon nombre des symptômes cliniques précoces et chroniques de l’encéphalite virale et de l’épilepsie subséquente chez les patients humains. Cet article décrit l’infection virale, les symptômes et l’histopathologie du modèle TMEV.
L’une des principales causes de l’épilepsie est une infection du système nerveux central (SNC); Environ 8% des patients qui survivent à une telle infection développent une épilepsie en conséquence, les taux étant significativement plus élevés dans les pays moins développés économiquement. Ce travail donne un aperçu de la modélisation de l’épilepsie de l’étiologie infectieuse et de son utilisation comme plate-forme pour de nouveaux tests de composés antiépileptiques. Un protocole d’induction de l’épilepsie par injection intracérébrale non stéréotaxique du virus de l’encéphalomyélite murine de Theiler (TMEV) chez des souris C57BL / 6 est présenté, qui reproduit de nombreux symptômes cliniques précoces et chroniques de l’encéphalite virale et de l’épilepsie subséquente chez les patients humains. L’évaluation clinique de souris au cours de l’encéphalite pour surveiller l’activité épileptique et détecter les effets antiépileptiques potentiels de nouveaux composés est décrite. En outre, les conséquences histopathologiques de l’encéphalite virale et des convulsions telles que les lésions de l’hippocampe et la neuroinflammation sont montrées, ainsi que les conséquences à long terme telles que les crises d’épilepsie spontanées. Le modèle TMEV est l’une des premières plateformes expérimentales translationnelles axées sur les infections à permettre l’étude des mécanismes de développement de l’épilepsie à la suite d’une infection du SNC. Ainsi, il sert également à identifier des cibles thérapeutiques potentielles et des composés pour les patients à risque de développer une épilepsie suite à une infection du SNC.
L’une des conséquences fréquentes de l’encéphalite virale est les crises d’épilepsie. De nombreuses infections virales déclenchent des crises symptomatiques pendant la phase aiguë de l’infection; Le risque de telles crises est augmenté de plus de 20% chez le grand public 1,2,3. Les patients qui survivent à l’infection ont également un risque accru de 4% à 20% de développer une épilepsie chronique dans les mois ou les années suivant l’infection 1,4. Le virus de l’encéphalomyélite murine de Theiler (TMEV) a été identifié comme un virus approprié pour étudier les crises aiguës et chroniques dans un modèle murin d’encéphalite virale 5,6,7. Le TMEV est un virus à ARN simple brin non enveloppé, de sens positif, de la famille des Picornaviridae et a traditionnellement été utilisé pour étudier la démyélinisation dans la moelle épinière des souris SJL, contre lesquelles les souris C57BL/6 (B6) sont protégées parce qu’elles ont la capacité d’éliminer le virus rapidement après l’infection. Cependant, le TMEV induit des crises aiguës chez 50% à 75% des souris B6 mâles et femelles au cours de la première semaine suivant l’infection (pi), tandis qu’environ 25% à 40% développent une épilepsie chronique de semaines à mois pi 2,5,6,8,9. Outre les convulsions, les souris présentent également l’histopathologie commune d’un hippocampe épileptique avec neurodégénérescence et gliose 5,6,8,10,11,12. De plus, les souris B6 infectées par le TMEV obtiennent des résultats significativement moins bons dans les tests comportementaux d’apprentissage et de mémoire et présentent une comorbidité cognitive, ce qui est également observé chez les patients cliniques atteints d’épilepsie13,14,15.
Traditionnellement, les modèles d’épilepsie et de convulsions utilisent soit l’application de substances chimioconvulsivantes, soit la stimulation électrique pour provoquer des crises; Cependant, ces modèles manquent de validité conceptuelle et présentent souvent des crises et des lésions cérébrales plus graves que celles observées chez les patients cliniques16. Il n’existe pas de modèle approprié pour chaque question de recherche17. L’utilisation du modèle TMEV est particulièrement intéressante si les facteurs prédisposants au développement des crises après une infection du SNC sont étudiés ou si les composés sont examinés pour leur efficacité anticonvulsive.
Depuis que le modèle TMEV a été établi et utilisé dans plusieurs laboratoires différents à l’échelle internationale, les auteurs ont identifié de nombreux détails qui permettent une mise en œuvre réussie du modèle, par exemple, la spécificité des différentes souches de virus et de souris. L’induction de crises la plus fiable a été générée avec la souche de Daniel de souris TMEV et B6J 2,5,6,8,9. Le modèle est actuellement utilisé par le National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NINDS) comme plate-forme pour identifier de nouveaux médicaments contre l’épilepsie et les crises18,19. Cet article comprend le protocole détaillé de l’induction virale et de la surveillance clinique pour permettre à d’autres chercheurs d’utiliser ce modèle d’encéphalite virale pour approfondir la compréhension des mécanismes de la maladie, ainsi que pour les tests de médicaments.
Le protocole suivant reflète une étude conçue pour les tests de composés dans ce modèle, bien que de nombreux autres types d’études puissent être effectués. Les souris sont anesthésiées brièvement avant l’injection avec la souche de Daniel de TMEV dans la région temporale de l’hémisphère droit (postérieur et médial à l’œil droit). Selon la question de recherche, si des animaux témoins non infectés sont nécessaires, les souris reçoivent une solution saline tamponnée au phosphate stérile (PBS, pH 7,4, y compris KH 2 PO 4 [1,06 mM], NaCl [155,17 mM] et Na 2 HPO4·7H 2 O [2,97mM]) au lieu de TMEV. L’expérience antérieure chez des souris infectées par le TMEV a indiqué que les crises induites par la manipulation se produisent entre le jour 3 et le jour 7 après l’infection. La fréquence de l’injection, la voie et le moment de l’essai des composés expérimentaux varient en fonction de leurs propriétés. Il est recommandé d’effectuer l’inoculation du virus un vendredi, ce qui permet de surveiller les crises du jour 3 au 7 la semaine suivante, du lundi au vendredi. Au cours de la semaine de surveillance des crises, les composés expérimentaux peuvent être administrés (i.p.) deux fois par jour (à au moins 4 heures d’intervalle), sauf indication contraire de la cinétique ou du mécanisme d’action du composé. La surveillance des crises pendant le traitement peut être effectuée à un moment préalablement déterminé. Les temps d’injection et d’observation varient en fonction des composés individuels. Les animaux sont injectés avec la substance d’essai ou avec un véhicule à la place du composé médicamenteux. Ces deux groupes peuvent être manipulés et observés de manière analogue au groupe expérimental. Au cours de l’expérience, la seule personne manipulant les souris et marquant les crises doit être aveuglée par le traitement.
Il s’agit du premier modèle de rongeurs basé sur l’infection pour l’épilepsie qui permet d’étudier le développement de crises aiguës et chroniques. Il aidera à identifier des cibles médicamenteuses et de nouveaux composés pour la prévention ou la modification de maladies pour l’une des étiologies les plus courantes de l’épilepsie.
Comme il est décrit ci-dessus, il peut être nécessaire d’examiner attentivement le lot et le titre viral pour s’assurer qu’une proportion adéquate de souris traitées par TMEV présentent des crises induites par la manipulation. Si les animaux ont moins de crises que d’habitude, utilisez un lot de N = 20 animaux pour vérifier l’efficacité du virus. Si son activité est diminuée (moins de 50%), il est temps de fabriquer de nouvelles aliquotes et de les tester avec N = 20 animaux. Si les nouvelles aliquotes ne sont pas plus efficaces, un nouveau lot du virus doit être purifié. Pour certaines lignées de souris transgéniques, il peut être nécessaire d’utiliser un titre viral inférieur; Par conséquent, le titre viral doit être dilué au besoin après des expériences préliminaires. La plupart des données disponibles sur les souris B6 provenaient des laboratoires Jackson (Bar Harbor, ME, États-Unis ou Charles River, Sulzfeld, Allemagne); cependant, des taux de saisie similaires chez les souris B6 obtenues de Harlan (Eystrup, Allemagne) ont été confirmés8. Les taux de saisie des animaux transgéniques ayant un fond B6 sont comparables à ceux des souris B6 de type sauvage, mais pourraient différer si les changements génétiques ont une influence sur l’invasion virale, la réponse inflammatoire ou la neurodégénérescence21. Les crises aiguës sont observées spontanément mais déclenchées par la manipulation et le bruit, il est donc de la plus haute importance de traiter tous les animaux de la même manière lorsque les taux de crise sont comparés. Les séances de manipulation deux fois par jour ont déjà fourni un fardeau épileptique élevé et une plus grande proportion de souris présentant des crises au cours des jours 3 à 7 suivant l’infection 6,8,19. Des séances de manipulation supplémentaires (jour 1 et jour 2) peuvent également être utilisées pour augmenter le fardeau des crises. De plus, les animaux peuvent être observés avant chaque séance de manipulation pour s’assurer qu’il n’y a pas de crises spontanées. Un environnement de laboratoire bruyant, par exemple, peut produire des convulsions, qui peuvent, à leur tour, rendre les animaux réfractaires aux crises induites par la manipulation pendant les périodes d’essai.
Bien que l’infection par le VRT produise des crises induites par la manipulation chez la majorité des souris, on ne sait pas pourquoi certains animaux sont résistants à ce traitement. Comme décrit ci-dessus, il se peut que des crises électrographiques (avec des comportements minimes ou inexistants) se produisent et ne soient normalement pas quantifiées sans enregistrement EEG concomitant. Il se peut également que de petites différences dans le lieu d’injection facilitent la réduction de l’effet viral dans le cerveau; Cependant, des convulsions ont été rapportées après une infection corticale et striatale 5,6,8,9 due au tropisme du virus à l’hippocampe. Pour les études de dépistage de drogues dans ce modèle, pour déterminer une réduction des crises (p. ex. une réduction de 50 % du fardeau épileptique), un plus grand nombre d’animaux est nécessaire pour chaque groupe (p. ex. N = 20). De plus, la variabilité des comportements épileptiques dans ce modèle nécessite de plus grandes différences dans les effets des médicaments par rapport aux véhicules pour identifier une réduction significative des crises. Par conséquent, l’une des limites de ce modèle est l’exigence de groupes de plus grande taille. Néanmoins, des tailles de groupe suffisantes permettent également d’identifier les effets anti-épileptiques et anti-inflammatoires dans ce modèle19.
La grande majorité des crises observables dans ce modèle se produisent pendant la période d’infection aiguë. Malgré la survenue d’une dégénérescence hippocampique, d’une activation des cellules immunitaires et de déficits cognitifs observés chez les souris traitées par TMEV, seule une petite partie des animaux traités finissent par développer des crises chroniques et spontanées. Ce faible fardeau global de crises nécessiterait un grand nombre de souris infectées afin d’étudier correctement les crises spontanées dans ce modèle, ce qui dépasse la portée et la capacité de nombreux projets. L’implantation d’électrodes en profondeur et la surveillance EEG augmenteraient également la charge des animaux de laboratoire. Bien que les électrodes de profondeur puissent aider à identifier l’activité épileptique spontanée, les changements dans l’anatomie de l’hippocampe après l’infection peuvent rendre difficile le placement cohérent des électrodes.
Le besoin urgent d’identifier de nouveaux traitements pour l’épilepsie nécessite le développement de modèles qui peuvent être utilisés comme méthode de dépistage rapide de l’efficacité anticonvulsivante. Ce modèle fournit des fonctionnalités pour répondre à cette demande urgente. De plus, le fait qu’il ne nécessite aucune chirurgie stéréotaxique en fait un modèle approprié et facile à réaliser pour l’investigation des composés antiépileptiques.
The authors have nothing to disclose.
SB est soutenu par une subvention de démarrage de la FU Berlin. KSW est soutenu par R37 NS065434 et la Fondation ALSAM. LAB est soutenu par un prix D-SPAN 1F99NS125773-01. Nous remercions Robert Fujinami, Ph.D. de nous avoir fourni le virus Theiler et le Cell Imaging Core Facility de l’Université de l’Utah pour son soutien en microscopie.
Absorbent paper | – | – | any |
Analytical balance | Mettler Toledo (Columbus, OH, U.S.A.) | 30216542 | 0. 1 mg–220 g |
Animal balance | Ohaus (Parsippany, NJ, U.S.A.) | STX2202 | 0.01 g–2200 g |
BD Lo-Dose U-100 Insulin Syringes | BD (Mississauga, ON, Canada) | BD329461 | Lo-Dose sterile syringes with permanent BD Micro-Fine IV needle – 1 mL |
Daniel's strain of TMEV | kindly provided by Robert Fujinami (University of Utah) | – | 3 x 105 plaque-forming units aliquot(s) |
Disinfectant, e.g. VennoVet 1 super | Menno Chemie Vertriebsgesellschaft GmbH, Germany | – | Recommended by campus veterinarians with less than or equal to 5% alcohol |
Fisherbrand medium sterile Alcohol prep pad C7 | Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, U.S.A.) | 22-363-750 | |
Fluriso | VETone (Boise, ID, U.S.A) | 502017 | Isoflurane 250 mL, 2%–5% |
Fume absorber | Labconco (Kansas City, MO, U.S.A.) | – | – |
General Protection Disposable SMS White Lab Coats | Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, U.S.A.) | 17-100-810A | |
GraphPad Prism version 9 | (La Jolla, CA, U.S.A.) | ||
Ice bucket | – | – | any |
Microsoft Excel Microsoft | (Redmond, WA, U.S.A.) | ||
Microsoft Word Microsoft | (Redmond, WA, U.S.A.) | ||
Mouse cage | – | – | any mouse cage holding at least 5 mice |
PrecisionGlide needles | BD (Mississauga, ON, Canada) | 329652 | BD Slip Tip with PrecisionGlide Needle Insulin Syringes – 26 G x 3/8 – 0.45 mm x 10 mm |
Self-Sealing Sterilizing Pouch | Fisher Scientific (Hampton, NY, U.S.A.) | NC9241087 | 12.6 x 25.5 cm |
Small glass flask | – | – | any, volume 25 mL |
sterile PBS | Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, U.S.A.) | 10010056 | |
Stir bar | Carl Roth GmbH & CO. KG | X171.1 | size according to volume of solution |
Stir plate | Carl Roth GmbH & CO. KG | AAN2.1 | |
Syringe Luer-Lok | BD (Mississauga, ON, Canada) | 309628 | 1 mL syringe only |
Ultrasonic Cleaner, Heater/Mechanical Timer | Cole-Parmer (Vernon Hills, IL, U.S.A.) | EW-08895-23 | Bath sonicator – 0.5 gal, 115 V |
Vehicle solution | – | – | depending on compound vehicle |
Vortex REAX | Heidolph Instruments GmbH & Co. KG, Germany | 541-10000-00 |