JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Bioingegneria

In vitro Rekonstitution av aktincytoskeletten inuti gigantiska unilamellära vesiklar

Published: August 25, 2022
doi:
10.3791/64026
, ,
1Department of Biomedical Engineering,Yale University, 2Systems Biology Institute,Yale University, 3Department of Physics,Yale University

Summary

I detta manuskript demonstrerar vi de experimentella teknikerna för att kapsla in F-aktincytoskelettet i gigantiska unilamellära lipidblåsor (även kallade liposomer) och metoden för att bilda ett cortex-biohärmande F-aktinskikt vid liposommembranets inre broschyr.

Abstract

Aktincytoskelettet, det huvudsakliga mekaniska maskineriet i cellen, förmedlar många väsentliga fysiska cellulära aktiviteter, inklusive celldeformation, delning, migration och vidhäftning. Att studera dynamiken och strukturen i aktinnätverket in vivo kompliceras dock av den biokemiska och genetiska regleringen i levande celler. För att bygga en minimal modell utan intracellulär biokemisk reglering är aktin inkapslat inuti gigantiska unilamellära vesiklar (GUVs, även kallade liposomer). De biomimetiska liposomerna är cellstora och underlättar en kvantitativ inblick i cytoskelettnätverkets mekaniska och dynamiska egenskaper, vilket öppnar en livskraftig väg för syntetisk biologi nedifrån och upp. För att generera liposomer för inkapsling används den inverterade emulsionsmetoden (även kallad emulsionsöverföringsmetoden), som är en av de mest framgångsrika teknikerna för att kapsla in komplexa lösningar i liposomer för att förbereda olika cellliknande system. Med denna metod tillsätts en blandning av proteiner av intresse till den inre bufferten, som senare emulgeras i en fosfolipidinnehållande mineraloljelösning för att bilda monolager lipiddroppar. De önskade liposomerna genereras från monolager lipiddroppar som passerar ett lipid / olje-vattengränssnitt. Denna metod möjliggör inkapsling av koncentrerade aktinpolymerer i liposomerna med önskade lipidkomponenter, vilket banar väg för in vitro-rekonstituering av ett biohärmande cytoskelettnätverk.

Introduction

Aktincytoskelettet spelar en grundläggande roll för att konstruera cellens intracellulära arkitektur genom att samordna kontraktilitet på molekylär nivå och kraftgenerering 1,2,3. Som ett resultat förmedlar den många viktiga cellulära aktiviteter, inklusive celldeformation4,5, division6, migration 7,8 och vidhäftning9. In vitro-rekonstitueringen av aktinnätverk har fått enorm uppmärksamhet under de senaste åren 10,11,12,13,14,15,16,17. Målet med rekonstituering är att bygga en minimal modell av cellen utan den komplexa biokemiska reglering som finns i levande celler. Detta erbjuder en kontrollerbar miljö för att undersöka specifika intracellulära aktiviteter och underlättar identifiering och analys av olika komponenter i aktincytoskelettet18,19. Vidare ger inkapslingen av di vitro-aktinnätverk inuti fosfolipidjätte unilamellära vesiklar (GUVs, liposomer) ett begränsat men deformerbart utrymme med en halvgenomsläpplig gräns. Det efterliknar den fysiologiska och mekaniska mikromiljön hos aktinmaskineriet i cellen 9,20,21,22.

Bland olika metoder för att förbereda liposomer är lipidfilmhydratiseringsmetoden (även känd som svullnadsmetoden) en av de tidigaste teknikerna23. Den torra lipidfilmen hydratiseras med tillsats av buffertar och bildar membranösa bubblor som så småningom blir vesiklar24. För att producera större vesiklar med högre utbyte tillämpar en förbättrad metod som går vidare från filmhydratiseringsmetoden, känd som elektroformationsmetoden25, ett elektriskt växelströmsfält för att effektivt främja hydreringsprocessen26. De största begränsningarna med dessa hydratiseringsbaserade metoder för aktinkapsling är att den har låg inkapslingseffektivitet hos högkoncentrerade proteiner, och den är endast kompatibel med specifika lipidkompositioner24. Den inverterade emulsionstekniken har i jämförelse färre begränsningar för lipidkomponenter och proteinkoncentrationer20,27,28,29. I denna metod tillsätts en blandning av proteiner för inkapsling till den inre vattenhaltiga bufferten, som senare emulgeras i en lipidinnehållande mineraloljelösning och bildar lipid-monolagerdroppar. Monolayer lipiddropparna passerar sedan genom ett annat lipid / olje-vattengränssnitt genom centrifugering för att bilda dubbelskiktiga lipidblåsor (liposomer). Denna teknik har visat sig vara en av de mest framgångsrika strategierna för aktinkapsling24,30. Separat finns det några mikrofluidiska anordningsmetoder, inklusive pulserad jetting 31,32, övergående membranutkastning33 och cDICE-metoden34. Likheterna mellan den inverterade emulsionsmetoden och den mikrofluidiska metoden är lipidlösningsmedlet (olja) som används och införandet av lipid / olje-vattengränssnitt för bildandet av liposomernas yttre bipacksedel. Däremot kräver genereringen av liposomer med den mikrofluidiska metoden en uppsättning mikrofluidiska anordningar och åtföljs av olja som fångas mellan de två broschyrerna i dubbelskiktet, vilket kräver ett extra steg för oljeavlägsnande35.

I detta manuskript använde vi den inverterade emulsionstekniken för att förbereda liposomer som inkapslar ett polymeriserat F-aktinnätverk som tidigare använts22. Proteinblandningen för inkapsling placerades först i en buffert med icke-polymeriserande betingelser för att bibehålla aktin i sin globulära (G) form. Hela processen utfördes vid 4 °C för att förhindra tidig aktinpolymerisation, som senare utlöstes genom att låta provet värmas till rumstemperatur. En gång vid rumstemperatur polymeriseras aktinet till sin trådformiga (F). En mängd olika aktinbindande proteiner kan tillsättas till den inre vattenhaltiga buffertlösningen för att studera proteinfunktioner och egenskaper, vilket ytterligare ger insikter om dess interaktion med aktinnätverket och membranytan. Denna metod kan också tillämpas på inkapsling av olika proteiner av intresse36 och stora föremål (mikropartiklar, självgående mikroswimmers, etc.) nära storleken på de slutliga liposomerna 28,37.

Protocol

1. Beredning av buffertar och proteinlösningar Förbered den vattenhaltiga inre icke-polymerisationsbufferten (INP) i en total volym på 5 ml genom att blanda 0,1 mM CaCl2, 10 mM HEPES (pH 7,5), 1 mM DTT, 0,5 mM Dabco, 320 mM sackaros och0,2 mM ATP. Förbered proteinblandningen (PM) genom att tillsätta proteiner till INP-bufferten vid 4 °C med följande koncentrationer: 11,2 μM icke-fluorescerande G-aktin, 2,8 μM fluorescerande märkt aktin och 0,24 μM Arp2/3 (<strong…

Representative Results

Beredningen av liposomer baserat på den inverterade emulsionstekniken illustreras grafiskt och schematiskt i figur 1. Först framställdes tomma (nakna) liposomer (~ 5-50 μm i diameter) som bestod av fosfolipid (EPC) och fluorescerande lipid (DHPE). Ett ljust, långt rött fluorescerande färgämne kapslades in i nakna liposomer som ett kontrollexperiment. Huruvida ett lipidmonolager framgångsrikt har bildats i droppens perifera kan bestämmas genom att observe…

Discussion

Flera viktiga steg avgör framgången för ett högt utbyte av liposomer under beredningsprocessen. För att helt lösa upp lipidfilmen i oljan måste provet sonikeras tills lipidfilmen i botten av glasflaskan försvinner helt. Efter ultraljudsbehandling, lipid-olja blandningen måste lagras över natten vid rumstemperatur under mörka förhållanden för lipidmolekylerna att sprida ytterligare29. Blandningen kan förvaras vid 4 °C i upp till en vecka. Vid beredning av en FB/oljeemulsion med lipi…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi erkänner finansiering av ARO MURI W911NF-14-1-0403 till M.P.M., National Institutes of Health (NIH) R01 1R01GM126256 till M.P.M., National Institutes of Health (NIH) U54 CA209992, NIH RO1 GM126256, NIH U54 CA209992, University of Michigan / Genentech, SUBK00016255 och Human Frontiers Science Program (HFSP) bidragsnummer RGY0073/2018 till M.P.M. Alla åsikter, resultat, slutsatser eller rekommendationer som uttrycks i detta material är författarnas och återspeglar inte nödvändigtvis ARO: s, NIH: s eller HFSP: s åsikter. S.C. erkänner givande diskussioner med V. Yadav, C. Muresan och S. Amiri.

Materials

1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-{[n(5-amino-1-carboxypentyl)iminodiacetic acid]succinyl} nickel salt (DOGS-NTA-Ni)  Avanti Polar Lipids Inc. 231615773 Nickel Lipid
1,4-Diazabicyclo[2.2.2]octane Sigma D27802-25G DABCO
Actin protein (>99% pure): rabbit skeletal muscle Cytoskeleton, Inc AKL99-D non-fluorescent G-actin
Actin protein (rhodamine): rabbit skeletal muscle Cytoskeleton, Inc AR05 fluorescently labeled actin
Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrate Sigma A2383-10G ATP
Alexa Fluor 647 dye ThermoFisher fluorescent dye
Andor iQ3 Andor Technologies control and acquisition software for confocal microscope
Arp2/3 Protein Complex: Porcine Brain Cytoskeleton, Inc RP01P-A Arp 2/3
Calcium chloride dihydrate Sigma 10035048 CaCl2
Chamlide Chambers (4-well for 12 mm round coverslip) Quorum Technologies incubation chamber
Cofilin protein: human recombinant Cytoskeleton, Inc CF01-C cofilin
Confocal Microscope (63× oil-immersion objective) Andor Technologies LEICA DMi8
D-(+)-GLUCOSE BIOXTRA Sigma G7528 glucose
Dithiothreitol DOT Scientific  DSD11000-10 DTT
Gelsolin Protein: Homo Sapiens Recombinant Cytoskeleton, Inc HPG6 gelsolin
Hamilton 1750 Gastight Syringe, 500 µL, cemented needle, 22 G, 2" conical tip Cole-Parmer UX-07940-53 glass syringe
HEPES AmericanBio 7365-45-9
ImageJ/Fiji https://imagej.net/tutorials/
L-alpha-Phosphatidylcholine Avanti Polar Lipids Inc. 97281442 EPC
Magnesium chloride Sigma 7786303 MgCl2
Mineral oil, BioReagent, for molecular biology, light oil Sigma 8042475 mineral oil
N-WASP fragment WWA (aa400–501, VCA-His) VCA-His is purified using lab protocol. The protocol can be provided upon reasonable requests
Oregon Green 488 1,2-Dihexadecanoyl-sn-Glycero-3-Phosphoethanolamine (Oregon Green 488 DHPE) Thermo Fisher O12650 DHPE
Potassium chloride Sigma 7447407 KCl
Sucrose Sigma 57-50-1 sucrose
β-Casein from bovine milk Sigma C6905-250MG
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Murrell, M., Oakes, P. W., Lenz, M., Gardel, M. L. Forcing cells into shape: the mechanics of actomyosin contractility. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 16 (8), 486-498 (2015).
  2. Stricker, J., Falzone, T., Gardel, M. L. Mechanics of the F-actin cytoskeleton. Journal of Biomechanics. 43 (1), 9-14 (2010).
  3. Linsmeier, I., et al. Disordered actomyosin networks are sufficient to produce cooperative and telescopic contractility. Nature Communications. 7 (1), 1-9 (2016).
  4. Yousafzai, M., Yadav, V., Amiri, S., Errami, Y., Murrell, M. Active regulation of pressure and volume defines an energetic constraint on the size of cell aggregates. Physical Review Letters. 128 (4), 048103 (2022).
  5. Simon, C., et al. Actin dynamics drive cell-like membrane deformation. Nature Physics. 15 (6), 602-609 (2019).
  6. Munro, E., Nance, J., Priess, J. R. Cortical flows powered by asymmetrical contraction transport PAR proteins to establish and maintain anterior-posterior polarity in the early C. elegans embryo. Developmental Cell. 7 (3), 413-424 (2004).
  7. Bray, D., White, J. Cortical flow in animal cells. Science. 239 (4842), 883-888 (1988).
  8. Beaune, G., et al. Spontaneous migration of cellular aggregates from giant keratocytes to running spheroids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (51), 12926-12931 (2018).
  9. Murrell, M. P., et al. Liposome adhesion generates traction stress. Nature Physics. 10 (2), 163-169 (2014).
  10. Lee, G., et al. Myosin-driven actin-microtubule networks exhibit self-organized contractile dynamics. Science Advances. 7 (6), (2021).
  11. Anderson, S., Garamella, J., Adalbert, S., McGorty, R., Robertson-Anderson, R. Subtle changes in crosslinking drive diverse anomalous transport characteristics in actin-microtubule networks. Soft Matter. 17 (16), 4375-4385 (2021).
  12. Janson, M. E., et al. Crosslinkers and motors organize dynamic microtubules to form stable bipolar arrays in fission yeast. Cell. 128 (2), 357-368 (2007).
  13. McCall, P. M., MacKintosh, F. C., Kovar, D. R., Gardel, M. L. Cofilin drives rapid turnover and fluidization of entangled F-actin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (26), 12629-12637 (2019).
  14. Köhler, S., Schaller, V., Bausch, A. R. Structure formation in active networks. Nature Materials. 10 (6), 462-468 (2011).
  15. Koenderink, G. H., et al. An active biopolymer network controlled by molecular motors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (36), 15192-15197 (2009).
  16. Seara, D. S., et al. Entropy production rate is maximized in non-contractile actomyosin. Nature Communications. 9 (1), 1-10 (2018).
  17. Tabatabai, A. P., et al. Detailed balance broken by catch bond kinetics enables mechanical-adaptation in active materials. Advanced Functional Materials. 31 (10), 2006745 (2021).
  18. Murrell, M. P., Gardel, M. L. F-actin buckling coordinates contractility and severing in a biomimetic actomyosin cortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (51), 20820-20825 (2012).
  19. Murrell, M., Gardel, M. L. Actomyosin sliding is attenuated in contractile biomimetic cortices. Molecular Biology of the Cell. 25 (12), 1845-1853 (2014).
  20. Murrell, M., et al. Spreading dynamics of biomimetic actin cortices. Biophysical Journal. 100 (6), 1400-1409 (2011).
  21. Liu, A. P., et al. Membrane-induced bundling of actin filaments. Nature Physics. 4 (10), 789-793 (2008).
  22. Pontani, L. -. L., et al. Reconstitution of an actin cortex inside a liposome. Biophysical Journal. 96 (1), 192-198 (2009).
  23. Reeves, J. P., Dowben, R. M. Formation and properties of thin-walled phospholipid vesicles. Journal of Cellular Physiology. 73 (1), 49-60 (1969).
  24. Litschel, T., Schwille, P. Protein reconstitution inside giant unilamellar vesicles. Annual Review of Biophysics. 50, 525-548 (2021).
  25. Angelova, M. I., Dimitrov, D. S. Liposome electroformation. Faraday Discussions of the Chemical Society. 81, 303-311 (1986).
  26. Limozin, L., Sackmann, E. Polymorphism of cross-linked actin networks in giant vesicles. Physical Review Letters. 89 (16), 168103 (2002).
  27. Pautot, S., Frisken, B. J., Weitz, D. Production of unilamellar vesicles using an inverted emulsion. Langmuir. 19 (7), 2870-2879 (2003).
  28. Natsume, Y., et al. Preparation of giant vesicles encapsulating microspheres by centrifugation of a water-in-oil emulsion. Journal of Visualized Experiments. (119), e55282 (2017).
  29. Chiba, M., Miyazaki, M., Ishiwata, I. s. Quantitative analysis of the lamellarity of giant liposomes prepared by the inverted emulsion method. Biophysical Journal. 107 (2), 346-354 (2014).
  30. Fujii, S., et al. Liposome display for in vitro selection and evolution of membrane proteins. Nature Protocols. 9 (7), 1578-1591 (2014).
  31. Funakoshi, K., Suzuki, H., Takeuchi, S. Formation of giant lipid vesiclelike compartments from a planar lipid membrane by a pulsed jet flow. Journal of the American Chemical Society. 129 (42), 12608-12609 (2007).
  32. Okushima, S., Nisisako, T., Torii, T., Higuchi, T. Controlled production of monodisperse double emulsions by two-step droplet breakup in microfluidic devices. Langmuir. 20 (23), 9905-9908 (2004).
  33. Ota, S., Yoshizawa, S., Takeuchi, S. Microfluidic formation of monodisperse, cell-sized, and unilamellar vesicles. Angewandte Chemie International Edition. 48 (35), 6533-6537 (2009).
  34. Bashirzadeh, Y., Wubshet, N., Litschel, T., Schwille, P., Liu, A. P. Rapid encapsulation of reconstituted cytoskeleton inside giant unilamellar vesicles. Journal of Visualized Experiments. (177), (2021).
  35. Deshpande, S., Caspi, Y., Meijering, A. E., Dekker, C. Octanol-assisted liposome assembly on chip. Nature Communications. 7 (1), 1-9 (2016).
  36. Bashirzadeh, Y., Liu, A. P. Encapsulation of the cytoskeleton: towards mimicking the mechanics of a cell. Soft Matter. 15 (42), 8425-8436 (2019).
  37. Vutukuri, H. R., et al. Active particles induce large shape deformations in giant lipid vesicles. Nature. 586 (7827), 52-56 (2020).
  38. Lemière, J., Carvalho, K., Sykes, C. . Methods in Cell Biology. 128, 271-285 (2015).
  39. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  40. Liman, J., et al. The role of the Arp2/3 complex in shaping the dynamics and structures of branched actomyosin networks. Proceedings of the National Academy of Sciencesof the United States of America. 117 (20), 10825-10831 (2020).
  41. Sun, Y., Leong, N. T., Wong, T., Drubin, D. G. A Pan1/End3/Sla1 complex links Arp2/3-mediated actin assembly to sites of clathrin-mediated endocytosis. Molecular Biology of the Cell. 26 (21), 3841-3856 (2015).
  42. Bretschneider, T., et al. Dynamic actin patterns and Arp2/3 assembly at the substrate-attached surface of motile cells. Current Biology. 14 (1), 1-10 (2004).
  43. Goley, E. D., et al. An actin-filament-binding interface on the Arp2/3 complex is critical for nucleation and branch stability. Proceedings of the National Academy of Sciencesof the United States of America. 107 (18), 8159-8164 (2010).
  44. Svitkina, T. M., Borisy, G. G. Arp2/3 complex and actin depolymerizing factor/cofilin in dendritic organization and treadmilling of actin filament array in lamellipodia. The Journal of Cell Biology. 145 (5), 1009-1026 (1999).
  45. Kelleher, J. F., Atkinson, S. J., Pollard, T. D. Sequences, structural models, and cellular localization of the actin-related proteins Arp2 and Arp3 from Acanthamoeba. The Journal of Cell Biology. 131 (2), 385-397 (1995).
  46. Prehoda, K. E., Scott, J. A., Mullins, R. D., Lim, W. A. Integration of multiple signals through cooperative regulation of the N-WASP-Arp2/3 complex. Science. 290 (5492), 801-806 (2000).
  47. Delatour, V., et al. Arp2/3 controls the motile behavior of N-WASP-functionalized GUVs and modulates N-WASP surface distribution by mediating transient links with actin filaments. Biophysical Journal. 94 (12), 4890-4905 (2008).
  48. Izdebska, M., Zielińska, W., Hałas-Wiśniewska, M., Grzanka, A. Involvement of actin and actin-binding proteins in carcinogenesis. Cells. 9 (10), 2245 (2020).
  49. Schäfer, E., Kliesch, T. -. T., Janshoff, A. Mechanical properties of giant liposomes compressed between two parallel plates: impact of artificial actin shells. Langmuir. 29 (33), 10463-10474 (2013).
  50. Whittenton, J., et al. Evaluation of asymmetric liposomal nanoparticles for encapsulation of polynucleotides. Langmuir. 24 (16), 8533-8540 (2008).
  51. Levine, R. M., Pearce, T. R., Adil, M., Kokkoli, E. Preparation and characterization of liposome-encapsulated plasmid DNA for gene delivery. Langmuir. 29 (29), 9208-9215 (2013).
  52. Moga, A., Yandrapalli, N., Dimova, R., Robinson, T. Optimization of the inverted emulsion method for high-yield production of biomimetic giant unilamellar vesicles. ChemBioChem. 20 (20), 2674-2682 (2019).
  53. Vale, R. . Reconstituting the Cytoskeleton. , (2014).
  54. Pardee, J. D., Spudich, J. A. Mechanism of K+-induced actin assembly. The Journal of Cell Biology. 93 (3), 648-654 (1982).
  55. Zimmerle, C. T., Frieden, C. Effect of pH on the mechanism of actin polymerization. Biochimica. 27 (20), 7766-7772 (1988).
  56. Wegner, A. M., et al. N-wasp and the arp2/3 complex are critical regulators of actin in the development of dendritic spines and synapses. Journal of Biological Chemistry. 283 (23), 15912-15920 (2008).
  57. Blanchoin, L., et al. Direct observation of dendritic actin filament networks nucleated by Arp2/3 complex and WASP/Scar proteins. Nature. 404 (6781), 1007-1011 (2000).
  58. Römer, W., et al. Actin dynamics drive membrane reorganization and scission in clathrin-independent endocytosis. Cell. 140 (4), 540-553 (2010).
  59. Popova, A. V., Hincha, D. K. Effects of flavonol glycosides on liposome stability during freezing and drying. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. 1858 (12), 3050-3060 (2016).
  60. Harrigan, P., Madden, T., Cullis, P. Protection of liposomes during dehydration or freezing. Chemistry and Physics of Lipids. 52 (2), 139-149 (1990).
  61. Szoka, F., Papahadjopoulos, D. Comparative properties and methods of preparation of lipid vesicles (liposomes). Annual Review of Biophysics and Bioengineering. 9 (1), 467-508 (1980).
  62. Campillo, C., et al. Unexpected membrane dynamics unveiled by membrane nanotube extrusion. Biophysical Journal. 104 (6), 1248-1256 (2013).
  63. Deng, N. -. N., Yelleswarapu, M., Huck, W. T. Monodisperse uni-and multicompartment liposomes. Journal of the American Chemical Society. 138 (24), 7584-7591 (2016).
  64. Ricketts, S. N., Ross, J. L., Robertson-Anderson, R. M. Co-entangled actin-microtubule composites exhibit tunable stiffness and power-law stress relaxation. Biophysical journal. 115 (6), 1055-1067 (2018).
  65. Sheung, J. Y., et al. Motor-driven restructuring of cytoskeleton composites leads to tunable time-varying elasticity. ACS Macro Letters. 10 (9), 1151-1158 (2021).
  66. Falzone, T. T., Blair, S., Robertson-Anderson, R. M. Entangled F-actin displays a unique crossover to microscale nonlinearity dominated by entanglement segment dynamics. Soft Matter. 11 (22), 4418-4423 (2015).
  67. Francis, M. L., et al. Non-monotonic dependence of stiffness on actin crosslinking in cytoskeleton composites. Soft Matter. 15 (44), 9056-9065 (2019).
  68. Yadav, V., et al. Filament nucleation tunes mechanical memory in active polymer networks. Advanced Functional Materials. 29 (49), 1905243 (2019).
  69. Murrell, M., Thoresen, T., Gardel, M. . Methods in Enzymology. 540, 265-282 (2014).

Tags

Actin CytoskeletonIn Vitro ReconstitutionGiant Unilamellar VesiclesLiposome YieldEncapsulation EfficiencyProtein EncapsulationMicroparticle EncapsulationSelf-propelling MicroswimmersNon-polymerization BufferPolymerization BufferEGGPCNickel Lipid
check_url/it/64026?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Chen, S., Sun, Z. G., Murrell, M. P. In Vitro Reconstitution of the Actin Cytoskeleton Inside Giant Unilamellar Vesicles. J. Vis. Exp. (186), e64026, doi:10.3791/64026 (2022).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image