Hoofdimplantaten voor de neuroimaging van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten
Summary
Een gedetailleerde nieuwe procedure voor functionele beeldvorming van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten wordt beschreven.
Abstract
Anesthetica, vaak gebruikt in preklinisch en fundamenteel wetenschappelijk onderzoek, hebben een depressieve invloed op de metabole, neuronale en vasculaire functies van de hersenen en kunnen neurofysiologische resultaten nadelig beïnvloeden. Het gebruik van wakkere dieren voor onderzoeksstudies is voordelig, maar vormt de grootste uitdaging om de dieren kalm en stationair te houden om bewegingsartefacten tijdens het verzamelen van gegevens te minimaliseren. Wakkere beeldvorming bij kleinere knaagdieren (bijv. Muizen) komt heel vaak voor, maar blijft schaars bij ratten omdat ratten groter en sterker zijn en een grotere neiging hebben om zich te verzetten tegen bewegingsbeperkingen en hoofdfixatie gedurende de lange duur die nodig is voor beeldvorming. Een nieuw model van neuroimaging van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten met behulp van aangepaste handgenaaide stroppen, 3D-geprinte hoofdimplantaten, hoofdkappen en een hoofdframe wordt beschreven. De resultaten verkregen na een enkele studie van single-whisker stimulatie suggereren een toename van de intensiteit van de opgeroepen functionele respons. De verwerving van de opgeroepen functionele respons van wakkere, hoofdvaste ratten is sneller dan die van verdoofde ratten, betrouwbaar, reproduceerbaar en kan worden gebruikt voor herhaalde longitudinale studies.
Introduction
De meeste fundamentele, preklinische en translationele wetenschappelijke neuroimaging-onderzoeken worden verkregen van verdoofde dieren 1,2. Anesthetica vergemakkelijken experimenten, maar beïnvloeden voortdurend het metabolisme, de bloeddruk en de hartslag van de hersenen en het lichaam3. Het type anestheticum en de duur en wijze van toediening voegen verstorende variabelen toe aan de interpretatie van gegevens die kunnen bijdragen aan reproduceerbaarheid en translationele storingen4. Een belangrijk knelpunt van wakkere, hoofdvaste neuroimagingstudies bij ratten is de vereiste om de rat stationair en kalm te houden tijdens de voorbereidings- en gegevensverzamelingsprocessen. Kleine bewegingen produceren ongerechtvaardigde bewegingsartefacten, die een negatieve invloed kunnen hebben op gegevensanalyse en -interpretaties.
Een nieuw model van neuroimaging van wakkere, hoofdvaste ratten met behulp van aangepaste draagdoeken, driedimensionale (3D) geprinte hoofdimplantaten, hoofdkappen en een hoofdframe is bedacht dat verschillende voordelen biedt voor eenvoudig experimenteren. Het 3D-hoofdimplantaat is licht en bedekt een klein deel van de schedel dat nodig is voor transfixatie. De 3D-geprinte hoofdimplantaten en doppen zijn ontworpen met behulp van computer-aided design (CAD) software. De protocollen van snorharenstimulatie, data-acquisitie, data-analyse en resultaten van verdoofde ratten zijn in detail beschreven in eerder werk 5,6,7.
Protocol
Representative Results
Discussion
Het gebruik van wakkere, hoofdvaste rattenbeeldvorming biedt veel voordelen op het gebied van gemak en maatwerk. Met de speciaal ontworpen stroppen kunnen de ratten door ademend netmateriaal worden gewikkeld, waardoor het niet nodig is om dieren gedurende langere tijd in gesloten, plastic fixatiekamers te sluiten10,11. Ratten worden kalm en stressvrij gehouden gedurende de lange duur van opeenvolgende beeldvormingssessies met behulp van een zeer lage dosis acepro…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We erkennen Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha en Amirsoheil Zareh voor hun hulp tijdens het trainen van de ratten en de voorbereiding van de slings. Financiering werd verstrekt door de National Institutes of Health (NIH, Grant Number: NS119852) en Leducq Foundation (Grant Number: 15CVD02).
Materials
| Rats | Charles River | Sprague Dawley | |
| Isoflurane | Pivetal | 21295098 | General anesthetic |
| Lidocaine HCl 2% injection | Phoenix | L-2000-04 | Local anesthetic |
| Atropine sulfate injection | Vedco | 5098907512 | Help in respiration |
| Lactated Ringer's injection solution | Vedco | 50989088317 | |
| Flunixin injection | Vedco | 6064408670 | Pain management |
| Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%) | VetOne | 501084 | Avoid infection |
| PromAce injection (Acepromazine maleate) | Beohringer Ingelheim | 136059 | |
| Animax ointment | Dechra Veterinary Products | 122-75 | active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram |
| Puralube ophthalmic ointment | Dechra Veterinary Products | 211-38 | |
| Povidone-iodine PVP prep pads | Medline | MDS093917 | Betadine generic |
| Isopropyl alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Vetbond tissue adhesive | 3M | 1469SB | |
| Bur (drill bit), standard operatory carbide | SS White Burs | 14829 | #3 bur |
| Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel | J.I. Morris | F0090CE125 | Anchor screws |
| Stereotaxic system | Kopf Instruments | 1430 | |
| Homeothermic heating blanket | Harvard Apparatus | 50-7220-F | |
| Pulse oximeter & heart rate monitor | Kent Scientific | MouseStat Jr. | |
| Petrolatum | Fisher Scientific | P66-1LB | Vaseline generic |
| Wire, bare copper | Fisher Scientific | 15-545-2C | 20 gauge |
| Teets Cold Cure powder | Pearson Dental | C73-0054 | active ingredient: Methyl Methacrylate |
| Teets Cold Cure liquid | Pearson Dental | C73-0078 | active ingredient: Methyl Methacrylate |
| Silicone mold rubber | Smooth-On | Body Double Fast | silicon polymer |
| Metricide 28 (Germicide) | Metrex | Oct-05 | |
| India ink, black | Pelikan | 301051 | |
| Dental drill | NSK Dental | Ultimate XL-F | |
| 3D printer | Prusa Research | i3 MK3S+ | |
| Sew on fasteners | Velcro | 90030 | |
| Pet screening utility fabric | Joann | 10173334 | Netting material |
| Bur (drill bit), standard operatory carbide | SS White Burs | 14829 | #1 bur |
Riferimenti
- Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
- Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. Neuroimaging of animal models of brain disease. British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).
- Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl. BMC Veterinary Research. 10, 310 (2014).
- Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals. PLoS One. 10 (8), 0134205 (2015).
- Chen-Bee, C. H., et al. Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging. Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).
- Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging. The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).
- Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals. Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).
- Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint. Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).
- Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts’o, D. Y., Grinvald, A. Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).
- Chang, P. C., et al. Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats. Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).
- Stenroos, P., et al. Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit. Frontiers in Neuroscience. 12, 548 (2018).
- Vogler, G. A., Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. Chapter 19 – Anesthesia and Analgesia (Second Edition). The Laboratory Rat. , 627-664 (2006).
- Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat–Procedures and pitfalls. Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).
- Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents. Journal of Visualized Experiments. (107), e53064 (2016).
- Ferris, C. F. Applications in awake animal magnetic resonance imaging. Frontiers in Neuroscience. 16, 854377 (2022).
- Tiran, E., et al. Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).
- Desjardins, M., et al. Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging. Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).
- Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function. Scientific Reports. 9, 5499 (2019).
- Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).
- Cao, R., et al. Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain. Neuroimage. 150, 77-87 (2017).
- Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).
- Roe, A. W. Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys. Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).
- Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals. Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).
