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Summary
biopotential의 연속 측정에 사용되는 상용 원격 측정 송신기의 이식을위한 수술 기법 (1 리드 ECG), 자유롭게 이동 마우스의 심장 박동, 핵심 체온과 전위의 활동이 표시됩니다. 복구를 개선 권고 및 사후 수술 치료 및 통증 완화를위한 프로토콜, 웰빙 및 생존율도 제공됩니다.
Abstract
실험실 마우스는 학문 영역과 제약 산업 모두에서 대부분의 생물 의학 연구를위한 최고의 동물 종입니다. 마우스는 크기와 관리 집을 상대적으로 쉽습니다. 이러한 요소들은 함께 자연과 실험적으로 유도된 돌연변이 풍부한의 가용성과 함께 이상적인 연구 분야의 다양한 적합한 실험실 쥐를합니다.
, 심혈관 약리 및 toxicological 연구, 실험실 동물의 순환기 시스템에 관련된 매개 변수의 정확한 측정은 종종 필요합니다. 심장 박동, 심장 박동의 변화, 그리고 PQ 및 QT 간격의 기간의 결정은 심전도 (ECG) 레코딩을 기반으로합니다. 그러나, 안정적인 ECG 곡선뿐만 아니라 마우스의 핵심 체온 같은 생리 데이터를 구하기도 구속, 곁에, 또는 센서와 리드 와이어를 연결해야합니다 기존의 측정 기술을 사용하여 어려울 수 있습니다aesthetized 동물. 그것이 잘 억제하고 마취가 생리적 매개 변수 1, 2에 주요 artifactual 영향을 가질 수있다 알려져 있습니다 본 방식으로 얻은 데이터는 신중하게 해석해야합니다.
Radiotelemetry는 의식과 untethered 동물로부터 수집되는 데이터를 수 있습니다. 성능은 자유롭게 동물을 이동에도 실시하고, 동물의 가까이에있을 탐정을 필요로하지 않고 수 있습니다. 따라서 유물 알려진 소스가 피할 수 있고, 정확하고 안정적인 성능은 보장됩니다. 이 방법론은 따라서 실험 동물 3, 4의 생리 매개 변수를 모니터링 가장 인도적인 방법은이 기술을 렌더링 사용되는 동물의 수를 줄이고, interanimal 다양성을 줄여줍니다. 데이터 수집 기술과 임플란트 소형화의 지속적인 발전은 더 이상 P 이상 지속하고 실시간에 생리적 매개 변수 및 전위의 활동을 기록하기 위해 현재 가능한 것을 의미같은 시간, 일 또는 주 3, 5 eriods.
여기, 우리는 심장 박동, 심장 박동의 변화, 그리고 PQ 및 QT 간격이 될 수있는 핵심 체온, 전위의 활동 biopotential (즉 onelead ECG)의 연속 측정에 사용되는 상용 원격 측정 송신기의 이식을위한 수술 기법을 설명 freeroaming, untethered 생쥐에서 설립. 우리는 또한 미리 수술 절차 및 사후 수술 집중적인 관심과 복구를 향상 통증 치료에 대한 프로토콜을 제시, 웰빙 및 이식 생쥐 5, 6에서 생존 요금.
Protocol
동물 실험은 분할한 수의학 사무소 (스위스 취리히)에 의해 승인되었습니다. 주택 및 실험 절차는 스위스 동물 보호법에 따라되었고 과학적인 목적 (유럽 의회 및 2010년 9월 22일의위원회의 지침 2010/63/EU)에 사용 동물의 보호에 관한 유럽 지침을 따릅니다.
1. 사전 수술 고려
1.1 마우스 : 주택 요건 일반 조건 및 상태 모니터링
이것은 공급 업체에서 배달 또는 외부 쥐 식민지에서 전송 쥐가 최소 2 주 전에 수술 주택 시설에 도착하는 것이 좋습니다. 이 기간은 동물이 새로운 환경 및 설비 특정 주택 조건에 적응할 수 있도록해야합니다. 마우스는, 사회 생활 동물이 적응 기간 동안 호환 그룹에서 지내게 될 것입니다. 의 개인의 수준을 모니터링음식과 물 소비, 각 마우스는 수술 송신기 주입 후 십일까지 수술 전 삼일에서 단독으로 보관되어 있습니다. telemetric - 송신기 베어링 마우스 설립을위한 시간 라인은 그림 1에 표시됩니다. 그것은 동물이 건강하고 상태 수술 온 것이 중요합니다. 따라서 수술 전에 동물의 일반 상태에 관한 2-3 일동안은 하루에 한 번씩 모니터 (외모, 자세, 자발적인 행동)뿐만 아니라 체중, 음식과 물을 소비한다. 이러한 데이터는 일반적인 상태와 전반적인 건강과 웰빙의 개별 기준 레벨을 설정하기 위해 의료 기록 (일반 상태와 건강 모니터링 데이터 시트, 표 1)에 설명되어 있습니다. 수술 전 질병이나 장애 일반적인 조건의 증상을 나타내는 동물 실험에서 제외되어야합니다.
수술하기 전에 하루에 1.2 헤어 클리핑
anim를 면도하기 위하여 사전에 주입하는 일,수술 ALS는 마우스는 순수 산소 (600 ML / 분)에서 (5 %) sevoflurane (8 %) 또는 isoflurane을 사용하여 소형 (8x8x8cm) Perspex 챔버에 anesthetized 간략하게됩니다. righting 반사 손실 후, 마우스가 벗어나는 촬영하고 목 앞쪽에과 복부 머리는 지느러미 드러누움에 누워 동물 잘린이며 마취는 sevoflurane 3~4% 또는 코 마스크로 약 5 분 동안 유지됩니다 600 ML / 분의 유량에서 순수 산소 isoflurane 1.5-3 %. 머리를 클리핑 후, 동물은 각성 수 있으며 그들의 홈 케이지로 이동됩니다.
2. 심기
2.1 운영 환경, telemetric 송신기의 준비
이식의 날, 송신기 준비와 수술에 관한 모든 절차는 수술 현미경이 장착된 층류 후드와 함께 작업 벤치에서 실시하고 있습니다. 무균 조건 autoclaved기구의 사용에 의해 보장하는엔트 및 소독 재료와 작업 벤치 7 소독하여. 이전 이식하는 telemetric 송신기는 (ETA - F10, 데이터 과학 국제, 세인트 폴, MN, 미국) 첫번째 준비가되어 있습니다. 자신의 무균 패키지에서 제거 후, 송신기의 리드는 이식하는 마우스의 크기에 적합한 길이로 단축됩니다. 성인 outbred 또는 근친 생쥐의 대다수에서 빨간색 전극은 약 42mm 약 55mm의 길이로 흰색 / 무색 전극으로 단축 수 있습니다. 절연 튜브가 리드의 말초 (감각) 부분에서 제거됩니다 : 튜브의 약 20mm가 붉은 전극에서 제거됩니다, 튜브 약 10mm는 화이트 / 무색 전극에서 제거됩니다. 각 전극의 말초 부분 (튜브없이 지금있는) 얇은 실크 봉합 (PERMA - Handseide, 6 대 0으로 Ethicon, Norderstedt, 독일)와 끝부분을 고정하여 루프로 형성됩니다. 전극을 준비 후, 송신기는 워싱턴에 배치됩니다동물이 anesthetized 및 수술 준비되었을 때 이식 준비 RM 멸균 식염수.
2.2 아나스타샤
50~10분에서 전에 흡입 마취의 유도, midazolam (4 밀리그램 / kg)과 펜타 닐 (0.04 밀리그램 / kg)의 혼합물 따라서 진정 작용과 사전 emptive 진통제를 제공 premedication으로 subcutaneously 관리하고 있습니다. 일반적인 흡입 마취가 유도 챔버에있는 동물을 배치하고 휘발성 마취제를 (순수 산소 600 ML / 분에 sevoflurane 8% 또는 isoflurane 5 %) 도입에 의해 유발됩니다. 동물이 그것이 층류 흐름 후드 아래에있는 작업 벤치로 전송하고, 마취 장치에서 코 마스크와 튜브가 장착되어 특별히 고안된 금속 접시에 지느러미 드러누움에 배치됩니다 righting 반사 손실을 보여줍 때. 마취는 자발 호흡 (600 ML / 분의 유량에서 sevoflurane 3~4% 또는 순수 산소 isoflurane 1.5-3 %)에 의해 유지됩니다. 마취, 동물의 눈 동안들 연고 (비타민 A, Baush & Lomb, Steinhausen, 스위스)로 보호됩니다. 금속 접시에 누워있는 동안 동물이 물 목욕 가열 표면으로 따뜻하게합니다 (39 ° C + / -1) 작업 벤치의.
2.3 외과
목 앞쪽에 및 복부의 피부는 70 % 에탄올로 소독합니다. 1 - 피부에 1.5 - cm 길이의 절개는 복부에 중간선을 따라 낮은 흉부에서 이루어집니다. 부정 (무색 / 흰색) 리드는 흉부의 작은 절개가 (≤ 0.5 ㎝) 세로 방향으로 만든 목에에 subcutaneously tunnelled 있습니다. 피부와 기본 조직은 전극의 와이어 루프의 고정을위한 공간을 만들기 위해 준비가되어 있습니다. 와이어 루프는 (PERMA - Handseide, 6 대 0으로 Ethicon, Norderstedt, 독일) 2 얇은 실크 봉합을 사용하여기도의 오른쪽에있는 근육 사이에 고정됩니다. 목에있는 상처가 나서 (VICRYL 6 대 0으로 Ethicon, Norderstedt 흡수성 봉합과 폐쇄, 독일) 레이어 인치 복벽은 다음 linea 알바에 개설되고 telemetric 송신기의 본문은 마우스의 복강에 위치합니다. 긍정적인 (적색) 전극의 와이어 루프는 그것이 간과 왼쪽 상단 복부에있는 횡경막 (그림 2) 사이에 자리잡고 것과 같은 방식으로 비단 봉합과 검상 돌기 처리 봉합합니다. 그 다음, 복부의 근육의 레이어는 흡수성 봉합 (VICRYL 6 대 0으로 Ethicon, Norderstedt, 독일)와 폐쇄됩니다. 마지막으로 복부 벽, Sulfadoxin과 트리 메소 프림의 혼합물을 닫기 전에 [(각각 30 밀리그램 / kg, 6 MG / kg; 식염수 1 ML (0.9 %)에 약 체온 (38-39 ° C)에서 해산] 안티 infective의 예방을 목적으로 복강에 주입하고 액체 항상성를 지원합니다. 마지막으로, 복부의 피부 스테이플 (정밀, 3 M 의료, 세인트 폴, MN, 미국)와 함께 복원됩니다.
3. 포스트 수술 치료
수술과 마취의 완료 후, 0.1 MG / buprenorphine의 kg (Temgesic, 에섹스 케미 AG, 루체른, 스위스)와 5 밀리그램 / meloxicam의 kg이 (Metacam, Boehringer Ingelheim, 바젤, 스위스) 통증 치료를 위해 subcutaneously 관리이며, 동물에 남아있는 따뜻한 (39 ° C + / -1) 약 2 시간에 대한 복구 작업 벤치의 표면. 함께 통증 (회 : buprenorphine, 0.1 MG / kg 및 meloxicam 5 밀리그램 / kg)로, 300 μL 포도당 (5 %) 및 신체 온도 예열 300 μL 식염수 (0.9 %) 구성 지원 치료는 subcutaneously 두 번 적용됩니다 4 일간 매일. 추가 복구 지원을 위해, 그것은 추가로 마시는 병이 15 % 포도당 용액을 포함하는으로 동물을 제공하는 가치입니다. 40~10일의 복구 기간 동안, 그것은 동물이 따뜻한 보관하는 것이 좋습니다. 따라서, 우리의 경우, 생쥐는 온난 캐비닛 안에 보관되어 아르 (30 ° C + / - 1). 로 일반적인 상태와 체중의 모니터링물론 음식과 물 소비 등 사후 operatively 10 일간의 일반 상태와 건강 모니터링 데이터 시트 (표 1)에 따라 하루에 한 번씩 수행됩니다. 인간 종점은 복구의 진행이 만족스럽지 않은 경우 불필요한 고통과 고통을 피하기 위해 동물의 희생을 즉, 다음과 같은 조건에서 실현됩니다 :
- 가난한 일반적인 상태에서, 동물 (감동 / 밀고 후에없이 운동) 크게 무감 각한이며 신체 표면 온난에도 불구하고 차가운 느낌 즉 경우, 동물은 즉시 euthanatized해야합니다.
- 일 4 송신기 주입 후, 동물 무관심의 명백한 징후를 보여주는 경우, 매우 공격하거나 음식 섭취량을 표시하지 않습니다, 그것은 즉시 euthanatized해야합니다.
- 일 8 송신기 주입 후, 동물 앞의 포스트 수술 일에 비해 체중의 명확한 증가를 표시할 수 있습니다. 또한, 그것은 리터에 소비한다동쪽 미리 수술 일일 식품 섭취량의 80 %. 이러한 조건 중 하나가 충족되지 않은 경우, 동물은 즉시 euthanatized해야합니다.
이식 후 10 일 동안, 동물은 표준 주택 조건 하에서 동물의 방으로 전송됩니다. 생쥐는 사회적 상호 작용을 허용하고 읽기 밖으로 후속 실험 8, 9에 상당한 영향을 미칠 수있는 장기적인 개별 주택의 악영향을 방지하기 위해 호환 그룹에 보관되어 있어야합니다. 마우스는 송신기 주입 후 첫 실험이 실시하고 데이터 수집이 시작되기 전에 최소한 4 주 convalescence 기간이 있어야합니다.
4. 데이터 수집
트랜스 미터가 켜져있다 뭘로 데이터 수집 장치는 자석으로 동물을 만져 시작됩니다. 데이터 퀘스트 ART 소프트웨어 (데이터 과학 국제, 세인트 폴, MN, 미국) 감지, 수집, 분석 및 GR을 조정하나 이상의 동물에서 신호 aphical 프레 젠 테이션 (파도 양식의 형태로). 취득 프로그램은 데이터 교환 매트릭스 (데이터 과학 국제)를 통해 변환기와 수신기에서 컴퓨터로 전송 데이터 신호를 수집합니다. 이 프로그램도 지속적으로 정기적으로 또는 샘플에서 시간의 특정 길이의 데이터를 수집하고 컴퓨터의 하드 드라이브에 데이터를 저장할 수 있습니다. 배출 신호의 범위와 품질이 물질은 새장 조성과 주변 기기 (예 : 금속 대 플라스틱)에 강하게 의존으로, 그것은 아래 예 수신기 플레이트가 가능한 동물에 가까운 위치 것이 좋습니다 동물의 케이지 또는 실험 공간, 예를 들어 실험실 벤치 또는 밟아 돌리는 바퀴 위에서. 그것은 기록 및 데이터 전송 시스템의 정확한 구성 연속 샘플링 모드에서 실시간으로 측정 짧은 검사하여 확인하는 것이 좋습니다. 데이터 수집 및 저장되고 나면, 그들은 음모를 수테드, 나열 및 분석 프로그램을 사용하여 다른 매개 변수의 다양한 분석했다. 기록 시스템 (예 : 샘플링이 modus 정의) 및 분석 소프트웨어 (심장 박동의 변화 매개 변수, ECG / biopotential 곡선에서 설립 PQ 간격 및 QT 간격 등)의 구성의 세부 사항은 제조 업체의 설명서에서 찾을 수 있습니다. telemetric 데이터 수집과 해석에 대한 유용한 생체 계획 및 통계 방법에 대한 유용한 힌트가 다른 세 게시됩니다.
5. 대표 결과 :
설명 절차의 전체 구조는 그림 1에 표시됩니다. 심장 (1 리드 ECG)에서 biopotentials을 얻기위한 전극의 위치를 포함하여 이식 송신기의 위치는 그림 2에 표시됩니다. 단기 biopotential 곡선 (1 리드 ECG) 및 장기 심장 박동, 핵심 체온과 개인의 활동 전위의 녹음에서 원시 데이터의 예생쥐는 각각 그림 3과 그림 4에 부여됩니다. 그림 5는 실험 후 생쥐의 그룹으로 장기간 측정에서 게시된 데이터의 예제를 제공합니다. 몇 가지 다른 매개 변수는 biopotentials 곡선에서 설정할 수 있습니다. 심장 박동의 변화 매개 변수를 5, QT 간격 및 PQ 간격 10 프레 젠 테이션 사례는 11 곳에 게시됩니다.
표 1. 일반 조건 및 건강 모니터링 데이터 시트. 시트를 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오. 이 템플릿은 각각 마우스의 일반 상태 및 건강 모니터링을 용이하게합니다. 동물의 모양, 자세, 그리고 자발적인 행동뿐만 아니라 체중 결정, 그리고 음식과 물을 소비의 기준 시험은 3 일간 하루에 한 번씩 주입 수술하기 전에 설정해야합니다. 얻은 사람들과 기본적인 결정의 비교매일 10 일 동안 수술 후 게시할 수술 복구의 진행을 평가하기 위해 제공하고 있습니다. 또한, 사후 수술 치료 및 통증 치료가 잘 의료 기록의 형태로 설명되어 있습니다. 인간 종점에 대한 지침은 마우스가 동물이 주입 후 빠른 회복을위한 기준을 충족하지 않을 경우 불필요한 통증과 고통을 방지하기 위해 희생해야하는지 여부에 대한 결정을 촉진하기 위해 부여됩니다.
그림 1. telemetric - 송신기 베어링 마우스를 설립 일정. 마우스 실험 및 데이터 수집에 사용할 수있는 시점에 포인트를 보여주는 송신기의 주입에 관한 절차의 순서.
이식 telemet의 그림 2. 방사선 / 스케치 표시 위치스피 송신기. 송신기의 본문은 복강에 위치합니다. 긍정적인 리드는 와이어 루프에 형성과 봉합과 칼 모양의 프로세스에 고정됩니다. 부정적인 리드가 목에 흉부에서 subcutaneously 터널링 및 기관에 직접 옆에있는 근육 사이의 와이어 루프로 고정됩니다. 방사선은 실험실 동물 9 저자 '이전 책자에서 가져온 것입니다.
그림 3. Biopotential 곡선. 의식 마우스와 함께 sevoflurane 흡입 마취하에 같은 동물 중 하나를 리드 ECG 곡선의 원시 인쇄. 심장 박동은 원격 시스템에 의해 자동으로 계산됩니다. 마취 기록 3 초 시퀀스는 440 BPM의 심장 박동수를 나타냅니다. 의식 마우스에 기록된 곡선 모드 동안 심장 박동에 대한 예상 범위 내의 폭포 660 BPM의 심장 박동을 보여줍니다정리 또는 식사와 같은 속도로 신체 활동. biopotential / 한 리드 ECG 곡선, 심장 박동의 변화 매개 변수, interbeat 간격 및 PQ 및 QT 간격에서 제조 업체의 소프트웨어의 사용과 설치하실 수 있습니다.
그림 4. 건강하고 병에 걸린 생쥐의 장기 측정에서 원시 데이터입니다. 생쥐가 사람이나 실험 절차에서 어떤 소란도없이 그들의 가정 케이지 개별적으로 보관되어있는 동안 심장 박동 (BPM), 핵심 체온 (° C)와 전위의 활동은 (카운트) 측정됩니다. 심장 박동 삼십초 매 5 분 (주파수 1,000 Hz에서 샘플링)에 기록됩니다. 핵심 체온은 십초 매 5 분 샘플입니다. 전위의 활동은 지속적으로 기록 5 분 간격으로 저장됩니다. 다섯 분 데이터 포인트가 6.5 일 동안 추적하고 있습니다. telemetric 성능은 다양한 세 생쥐에서 기록됩니다신체 조건. 건강한 마우스 생리 가치와 어둠 (밤) 단계 동안 전위의 활동 동작에서 정상적인 증가와 함께 명확 circadian 리듬을 보여줍니다. 대조적으로, 주요 수술 후 심장 박동 특히 일광 단계에 증가하고, 전위의 활동은 우울합니다. 세 번째 마우스 평평하게 나타나는 심장 박동 및 핵심 체온의 만성 질환 - 종양의 circadian 리듬의 고통, 그리고 전위의 활동은 줄어들 수 있습니다. 심장 박동 측정의 대표 데이터 (정상 값 및 주요 수술 후)는 Altex 12 저자 '이전 발행물에서 가져옵니다.
그림 5. 실험 후 장기적인 원격 측정에서 결과의 프레 젠 테이션의 예제는. 수치는 실험실 동물 1 저자 '이전 책자에서 가져온 것입니다. 모범적인 실험 50 분 isofl으로urane 또는 sevoflurane 마취이 수행되었다. 동물 후 심장 박동, 핵심 체온과 전위의 활동에 anesthetics의 장기적인 영향은 깨어 비교있었습니다. 를 사용하여 16 송신기 - 이식 동물이 단일 보관되어 및 홈 케이지에서 자유롭게 로밍 허용 동안 마우스, telemetric 데이터가 마취마다 팔 생쥐에 기록되었다. 장기 postanesthetic 효과 분석을 위해, 우리는 쥐가 주로 밤에 활성화되므로 값은 24 - H 사이클 동안 크게 다르다는 점을 고려했다. 따라서, 각 동물에 대한 telemetric 값의 의미는 밤 (12 H 어두운)과 일 (12 H 조명) 단계에 대해 별도로 계산되었다. 개인의 일반적인 값은 전에 마취에 대한 3 일간의 수단을 계산하여 설립되었다. 마취 후 매일 들어, 어둡고 밝은 단계의 의미는 델타 값의 결과로, 개인의 정상적인 가치와 비교했다. 따라서 델타 값 (이전 설립 정상 값의 편차를 나타냅니다해당 12 H 밤낮 시간에서) 마취합니다. 열 여덟 생쥐에서 의미를 나타냅니다 막대는 표준 편차를 나타냅니다. 별표는 의미를 나타내는 P ≤ 0.05에서 (정상 값과 마취 후 '는 4 일간의 각 그룹의 의미 비교를위한 분산 편도 분석).
Discussion
Radiotelemetry는 생물 의학 연구에 생리적 매개 변수의 측정 종래의 방법에 대한 강력한 대안입니다. implantable 송신기, 수신기 및 데이터 수집 및 분석 하드웨어 및 소프트웨어로 구성된 고품질의 텔레 메 트리 시스템도 마우스처럼 작은 동물을위한, 이제 상업적으로 사용할 수 있습니다. 데이터가 억제에서 데이터 수집을 위해 현재 사용할 수있는 유일한 기술, 자유롭게 마우스를 이동을 나타냅니다. 이 방법을 사용함으로써, 데이터가 지속 및 / 또는 따라서 동물과 결과의 실험 유물에 대한 스트레스를 최소화, 자신의 친숙한 환경에서 거주하는 동물에서 시간의 긴 기간을 수집하기 위해 지금 할 수 있습니다. 양식과 리드의 위치도 빠른 움직임 (예, 고민 실행 싸움) 동안 또는 직립 자세 9 신호를 얻기 위해 최적화되었습니다. 따라서 정확한 측정이에 마취, 스트레스 중에 예를 들어, 실험하는 동안 얻을 수 있습니다duction, 감염 실험, 그리고 다른 많은 실험적인 상황 동안, 행동 실험 동안 밟아 돌리는 바퀴에서 실행하는 동안.
그러나, 안정적인 재현성과 유물이없는 데이터를 얻기 위해서는, 그것은 환경의 영향을 제외 중요합니다, 우리는 표준 조건의 중요성에 특히 관심을 그립니다. 이것은 방을 생쥐가 특히 민감에 초음파 소리를 포함하여 전자 및 음향 소음에서 격리하는 것이 좋습니다. 측정을 수행했을 때 또한, 그러한 방문자 또는 관련이없는 실험 절차로 아무런 방해가 허용되지 않을 것입니다. 영향을 (특히 홈 케이지 측정의 경우) 간섭 방지하기 위해 필요한 모든 축산 절차는 각 측정을 시작하기 전에 방에 완료되어야합니다. 또한, 주택의 쥐 - 특히 남성은 그룹 기능을 사용하거나 개별적으로 측정에 영향을 미칠 수 있으며 경우 괞찮아 고려해야하는 경우nning 실험 9. 또한, 마우스는 숨겨진 또는 매니 페스트 감염뿐만 아니라, 질병 또는 기타 건강 장애 때문에, 생리적 매개 변수 및 활동의 행동에 상당한 영향을 미칠 수 건강하고 murine 병원균 무료로해야합니다. 따라서, 마우스는 이식 후 완전히 회복해야하고 실험을 시작하기 전에 송신기를 베어링에 적응할 충분한 시간을 제공합니다.
생쥐에서 radiotelemetry하여 데이터 컬렉션은 원격 측정 송신기의 예비 외과 이식이 필요합니다. 이것은 조직의 외상 이후 통증과 고통을 최소화하기 위해에서만 수술 기술 훈련 요원에 의해 수행되어야합니다. (마이크로) 기본 또는 고급 외과 능력을 가지고 경험을 위해, 그것은 절차를 수립과 구체적인 친숙해지 훈련 주입 (제조 업체에서 제공하는 즉, 인형,)를 사용하여 신선한 마우스 시신의 첫 번째 시련을 수행하는 것이 좋습니다 이런 종류의수술. 이러한 훈련 후, 대부분의 경험은 성공을 송신기의 유형을 이식하고 몇 주입 후 유용한 능력을 도달할 것이 가능 것입니다.
무균 조건은 미생물 부담과 낮은 감염의 위험을 유지하기위한 수술을하는 동안 유지되어야합니다. 그러나, 전체 불임 때문에 일부 마우스에서 특정, 불임 충돌 조건 (예 : 광범위한 헤어 클리핑 및 소독의 냉각 효과, 상처를 보호하기 위해 붕대의 비현실성)을 제공하실 수 없습니다. 따라서, 안티 infective의 예방은 주입하는 동안 관리합니다. 그럼 진통 치료와 명확하게 정의된 모니터링 계획뿐만 아니라 적절한 사후 수술 치료 재생 실험의 결과에 만족 중요한 역할을 맞춤.
전체적으로 마우스에 telemetric 송신기의 외과 이식은 동물에 대한 스트레스 것입니다. 특히, 경우 사양에 유전자 조작ific 마우스 라인 표현형 영향을 미친다하고 주입은 위험이 될 수도 후에 동물들의 신체 조건, 아름다운 요정 수술 시간 프레임에 합병증 및 사망 증가 속도를 impairs. 불필요한 고통을 피하려면, 불만족 복구 또는 장기 convalescence을 전시 개인이 실험에서 발표하고 죽어가는 단계에 도달하기 전에 희생해야합니다. 이를 위해 데이터 시트 (표 1 : 일반적인 상태와 건강 모니터링 데이터 시트)가 중요한 증상의 체계적인 모니터링을 촉진하고 인간 끝점에 대한 조언을 제공하는가 설립되었습니다. 따라서 복구는 관련 당국과 동물 실험 (예에 대한 책임 동물 복지 기관에 투명이 방법론 (즉 주입 절차 및 사후 수술 회복)의 실시를 만드는 의료 기록이나 연구소 저널의 스타일에 설명되어 있습니다 IACUC).
Disclosures
관심 없음 충돌 선언하지 않습니다.
Acknowledgments
저자는 CD - 1 마우스를 제공하는 찰스 강 독일을 감사드립니다. 우리는 또한 로빈 슈나이더와 주택 마우스에서 지원 중앙 생물 연구소의 직원을 감사드립니다. 우리는 친절 아낌없이 연구 시설 및 자원을 제공하는 우수한 기술 지원 및 교수 커트 Burki에 대한 플로라의 Nicholls 감사합니다.
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Tags
의학 문제 57 텔레 메 트리 마우스 마우스 송신기 주입 인간 끝점 이후 수술 치료 집중 치료 회복 수술Erratum
Formal Correction: Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Posted by JoVE Editors on 10/09/2016.
Citeable Link.
Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swap. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal
region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).
Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
