Summary
Etapas quirúrgicas de aumento de la vejiga se describen utilizando en 3-D andamios en modelos murinos y la rata. Para probar la eficacia de las configuraciones de biomateriales para su uso en aumento de la vejiga, las técnicas para cistometría tanto despierto y anestesiado se presentan.
Abstract
La función renal y la continencia de la orina son críticamente dependientes del correcto funcionamiento de la vejiga urinaria, que almacena la orina a baja presión y lo expulsa con una precisión orquestado contracción. Una serie de anomalías urológicas congénitas y adquiridas, incluyendo las válvulas uretrales posteriores, la hiperplasia benigna de próstata y la vejiga neurogénica secundaria a espina bífida / lesión de la médula espinal pueden dar lugar a la remodelación del tejido patológico que lleva al cumplimiento de deterioro y la disminución de la capacidad 1. Obstrucción funcional o anatómica del tracto urinario se asocia con frecuencia a estas condiciones, y puede llevar a la incontinencia urinaria y daño renal causado por aumento en el almacenamiento y las presiones de vaciado 2. La implantación quirúrgica de segmentos del tracto gastrointestinal para ampliar la capacidad de órganos y reducir las presiones intravesicales representa la principal opción de tratamiento quirúrgico para estos trastornos cuando el tratamiento médico falla 3. Sin embargo, este enfoque es obstaculizared por la limitación de tejido de un donante disponible, y se asocia con complicaciones importantes, como la infección crónica del tracto urinario, la perturbación del metabolismo, formación de cálculos urinarios, y malignidad secundaria 4,5.
La investigación actual en la ingeniería del tejido de vejiga está muy centrado en la identificación de las configuraciones de biomateriales que pueden apoyar la regeneración de los tejidos en los sitios de defectos. Convencional en 3-D andamios derivado a partir de polímeros naturales y sintéticos, tales como la submucosa del intestino delgado y el ácido poli-glicólico han demostrado algún éxito a corto plazo en el apoyo de la regeneración del músculo liso y urotelial así como facilitar una mayor capacidad de almacenamiento de órganos en ambos modelos animales y en el clínica de 6,7. Sin embargo, las deficiencias en la integridad mecánica y la biocompatibilidad de andamio a menudo resultan en la fibrosis nocivo 8, contractura del injerto 9, 10 y calcificación, lo que aumenta el riesgo de fracaso del implante y la necesidad de for procedimientos quirúrgicos secundarios. Además, la restauración de las características de la micción normal estándar que utilizan las construcciones de biomateriales para la cistoplastia de aumento aún no se ha logrado, y por lo tanto, la investigación y el desarrollo de matrices nuevas que pueden cumplir esta función es necesario.
Con el fin de desarrollar y evaluar los biomateriales óptimas para el aumento de la vejiga clínica, la investigación de eficacia debe llevarse a cabo en modelos animales estándar que utilizan los métodos quirúrgicos detallados y evaluaciones de resultado funcionales. Hemos informado anteriormente el uso de un modelo de aumento de la vejiga en ratones para determinar el potencial de seda fibroína basados en andamios para mediar en la regeneración del tejido y las características funcionales miccionales. 11,12 análisis cistométricos de este modelo han demostrado que las variaciones en las propiedades estructurales y mecánicas del implante puede influir en las características resultantes del estudio urodinámico en las vejigas de ingeniería tisular 11,12. Correlación positivaciones entre el grado de regeneración de los tejidos matriz mediada determinó histológicamente y el cumplimiento funcional y capacidad evaluada por cistometría se demostraron en este modelo 11,12. Estos resultados sugieren que por lo tanto, las evaluaciones funcionales de las configuraciones de biomateriales en los sistemas de roedores ampliación vesical puede ser un formato útil para la evaluación de las propiedades de los andamios y el establecimiento de la viabilidad in vivo antes de que los estudios en animales grandes y la implementación clínica. En el estudio actual, vamos a presentar varias etapas quirúrgicas de aumento de vejiga en ratas y ratones usando andamios de seda y demostrar las técnicas de cistometría despierto y anestesiado.
Protocol
Métodos quirúrgicos
1. Preparación quirúrgica y anestesia
- Configure el campo quirúrgico estéril con los instrumentos necesarios: tijeras quirúrgicas de afeitar, pinzas con dientes, finas pinzas atraumáticas, conductor con aguja fina, tijeras, gasas, tijeras Metzenbaum tenotomía, hoja de bisturí, la aguja hipodérmica 30, lleno de solución salina jeringa de 1 ml, cuatro 6-0, 7-0 suturas de polipropileno de sutura poliglactina, suturas poliglactina 4-0.
- Se anestesia el animal con la inhalación de isoflurano en la cámara de inducción. Confirmar inducción completa del animal antes de transferir al campo quirúrgico. Asegúrese de que el tubo de anestesia inhalatoria está en la posición adecuada para recibir anestesia continua.
- Coloque el animal en decúbito supino del campo estéril.
[Para el análisis de cistométrica, consulte la sección de abajo en un túnel del catéter de cistostomía.] - Utilice las tijeras de afeitar para eliminar la piel de la parte inferior del abdomen.
- Preparación del abdomen con serTadine y 70% de etanol.
- Antes de la incisión, un analgésico como buprenorfina (0,05-0,1 mg / kg) puede ser inyectado por vía subcutánea durante el control del dolor perioperatorio.
2. La incisión y la exposición de la vejiga
- Haga un 1-2 cm (dependiendo del tamaño del animal y si la rata o el ratón) menor incisión de línea media con el bisturí a través de la piel. Profundizar la incisión en la parte inferior de la incisión a través del músculo recto teniendo cuidado de no lesionar el intestino o vejiga subyacente.
- Con unas pinzas dentadas, elevar el músculo recto y libre de diseccionar la superficie posterior del músculo con finas tijeras de Metzenbaum.
- Incida el resto del músculo en la línea media para toda la longitud de su incisión en la piel.
- Entregar la vejiga a través de la incisión de la herida (Figura 1). La vejiga es el órgano más por lo general depende de la pelvis. (En el hombre, la próstata es en realidad más dependiente y es mayor que ella vejiga se descomprime.)
- Coloque una estancia de sutura a través de la pared posterior de la vejiga, y luego otro a través de la pared anterior de la vejiga con sutura de polipropileno 6-0. Coloque suturas adicionales lateralmente. No haga estos puntos de sutura. Cuando las suturas se mantiene tensa, la vejiga tendrá una configuración cuadrada de aproximadamente 1 cm 2 (Figura 2). Tenga cuidado de no tener demasiada tensión en estos puntos de sutura, ya que fácilmente se puede extraer a través del tejido de la vejiga.
- Incisión en la vejiga longitudinalmente a través de la pared anterior de la vejiga (justo por debajo de la cúpula de la vejiga) en la línea media de aproximadamente 1 cm (1,5-2 cm de la vejiga de rata).
3. La anastomosis de la andamio
- Con unas tijeras finas, cortar el andamiaje de seda para el área aproximada del defecto de la vejiga.
- Uso de la sutura de poliglactina 7-0, comience en una esquina del andamio y se sutura a la vejiga de forma continua, corriendomoda para crear un sello hermético todo el camino alrededor del defecto (Figura 3).
- Probar la integridad de la anastomosis llenando la vejiga con solución salina estéril al infundir a través de la pared de la vejiga con una aguja hipodérmica de calibre 30. Si se detecta una fuga, esto se puede cerrar con un adicional de sutura interrumpida poliglactina 7-0 para cerrar la brecha.
- Reducir la parte posterior de vejiga reconstruida en el abdomen.
4. Cierre de la incisión
- Antes de cierre de la pared abdominal, inyectar el músculo recto y el tejido subcutáneo con bupivicaína para anestesia local (<3 mg / kg de 0,25%).
- Reaproximar el músculo recto con una sutura continua, corriendo poliglactina 4-0.
- Cerca de la piel con una sutura continua, corriendo poliglactina 4-0.
- Limpie y seque la incisión (Figura 4).
- Traslado del animal en una jaula caliente, limpia para el despertar de la anestesia. Los pasos para la colocación del catéter cistostomía para el análisis cistométrica son como sigue:
- Configure el campo quirúrgico estéril con los instrumentos quirúrgicos necesarios: tijeras de afeitar, pinzas con dientes, finos pinza atraumática, el conductor con aguja fina, gasas, tijeras de Metzenbaum, tijeras de tenotomía, pinza curva pequeña, hoja de bisturí, polipropileno 6-0, 4-0 poliglactina sutura, sutura de seda 3-0 (sutura de seda 4-0 para los ratones), aguja 18G, 22G aguja de punta roma, aguja 25G, 1 ml de solución salina jeringa llena, la tubería de polietileno de 50 (PE-50) para cortar una longitud de ~ 10 cm.
- Bengala al final de la PE-50 tubos por suavemente exponiendo a una llama. Tenga cuidado de no fundir el extremo de u ocluir la luz (esto puede ser verificado mediante la inyección de solución salina a través de una aguja de 25 G conectada a la "no quemado" final y asegurar el flujo). Esto sirve como un ancla para mantener el tubo dentro de la vejiga (Figura 5).
- Utilice las tijeras de afeitar para eliminar la piel tanto del dorso del animal entre la escápula y la parte inferior del abdomen en la ventral.
- Preparación de las zonas con betadine y el 70% de etanol. Colocar el animal en decúbito prono sobre la sábana.
- Haga una incisión de 1 cm en el dorso entre la escápula. Uso de la tijera Metzenbaum, desarrollar un plano entre la piel y el músculo subyacente mediante la colocación de las puntas de las tijeras en el plano y la difusión de ellos para crear un túnel en torno al abdomen ventral.
- Vuelva a la posición supina de los animales. Haga que su incisión abdominal y exponer la vejiga que el anterior en los pasos 2.1-2.4. Reducir la vejiga en el abdomen.
- Coloque una pequeña pinza en su túnel subcutáneo creado en el paso de 5,6 a partir de la incisión en la piel dorsal. Con los dedos para proteger el contenido intra-abdominales, perforar a través de la pared abdominal con las puntas de la pinza en el abdomen.
- Sujete la smooth final de la PE-50 tubo con la abrazadera y tire de él a través de la incisión dorsal. Asegurarse de que el extremo bulbed no se tira más allá de la pared abdominal (Figura 6).
- Entregar la vejiga a través de la incisión. A partir de ahora, la vejiga debe ser manejado con pinzas finas para evitar un traumatismo en la vejiga que puede causar daños o inflamación que puede sesgar los resultados cistométricos o resultar en molestias adicionales para el animal después de la operación.
- Tome nota del sitio propuesto para el tubo de cistostomía. Debe ser colocado en la cúpula de la vejiga (superior a la del segmento de aumentar). Esto evitará que enroscar o la oclusión del tubo.
- Uso de la sutura de polipropileno 6-0, coloque un punto en bolsa de tabaco en la cúpula de la vejiga de la siguiente manera: el lugar del primer lanzamiento a través de la pared de la vejiga en sentido longitudinal, lateral al sitio propuesto para el tubo de cistostomía. Deja una pequeña pinza en el extremo suelto de manera que la sutura no se retiró sin darse cuenta hasta el final. Colocar la siguiente tirada en una dirección transversal, a partir de entrar en la primera pared de la vejiga ligeramente lateral a la salida de su primer tiro.
- No tire de la sutura tensa. Coloca el paralelo de sutura al lado de su primera (longitudinalmente) de entrar en la vejiga justo cefálico al punto de salida de la última sutura, transversal. El tiro cuarto comenzará lateral a la salida de la última puntada y final junto a la entrada para su tiro muy primera. Hecho correctamente, este forma una plaza circular en torno a la propuesta de inserción del catéter (Figura 7).
- Usando una aguja 18G, perforar la pared de la vejiga en el centro de la jareta. Tenga cuidado de no perforar demasiado profundamente (lo suficiente como para ser intraluminal). Coloque las puntas de sus pinzas finas en la apertura y abre suavemente para ampliar el agujero.
- Insertar el extremo bulbed del catéter en el defecto en elvejiga hasta que es intraluminal. Tire de la jareta apretada alrededor del catéter y amárrela. Esto debe cinchar la pared de la vejiga alrededor del catéter manteniéndolo en su lugar (Figura 8).
- Tome uno de los extremos de la sutura y se envuelve alrededor del catéter una vez y que relacione el presente hacia abajo para asegurar aún más el catéter.
- Con una aguja 1 ml jeringa y 25G, insertar la aguja en el tubo y lentamente inyectar solución salina para distender la vejiga. Observe si hay pérdidas de alrededor del catéter. Una vez que vea saliendo de la uretra, aspire la solución salina para descomprimir la vejiga de nuevo.
- Cerrar la incisión abdominal como anteriormente en los pasos 4.1-4.4.
- Vuelva a colocar el animal en decúbito prono.
- Cortar el tubo del catéter en el nivel de la piel con las tijeras. Inserte un contundente 22G tip aguja en el tubo.
- Cerca de la piel que cubre el tubo con poliglactina 4-0 en forma corriendo. Agregar el cubo de la aguja de extrusión de la piel.
- Coloque un extremo de línea intravenosa en la aguja de punta roma. Usando sutura de seda 3-0, asegurar la punta del catéter a la piel (Figura 9).
- Limpie la herida. Traslado de la rata en una jaula caliente, limpia para el despertar de la anestesia.
- * Ocluir el extremo distal del catéter por retorcimiento o usando una llama para fundir el extremo.
- Bobina * el extremo del tubo y dejarlo en la bolsa subcutánea en el dorso del animal (no corte la tubería para reducir su longitud) (Figura 10).
- * Cerca de la piel que cubre el tubo con poliglactina 4-0 en forma corriente (Figura 11).
- * En el día de la cistometría, preparar la incisión dorsal con betadine y el 70% de etanol. Abra la incisión dorsal bajo anestesia y retire la tubería flexible de la bolsa subcutánea. Cierre de la incisión. Despierta el animal de la anestesia y realizar cistometría cuando esté completamente despierto.
- El programa de instalación se describe con MLT844 ADInstruments con la captura y análisis de datos con LabChart v6 (ADInstruments) y la infusión con una bomba de jeringa de Harvard, 22 (Harvard ApparaTus, Holliston, MA), aunque otros sistemas comparables están disponibles (Figura 12).
- Calibrar el volumen y la presión sobre la base de las especificaciones del sistema de cistométrica utilizado.
- Coloque los animales en jaulas metabólicas (jaulas con piso de malla de alambre) que están suspendidas en una escala. La escala está conectado a un transductor.
- Purgar el sistema de las burbujas de aire y garantizar un flujo continuo desde la bomba de infusión.
- Conecte el sistema de captura de datos a un ordenador y observar los trazados de datos. Ajuste la escala correspondiente. Presión de la vejiga y el volumen de orina se registran de forma continua.
- El acceso a los catéteres suprapúbicas con una aguja 27G conectado a través de un tubo en T para el transductor de presión y la bomba de infusión. Comience la infusión de solución salina fisiológica a 12,5 l / min para el ratón y 100 l / min para la rata.
- Permitir que el patrón de la micción rastreo para estabilizar (aumento de presión vesical, seguido por un vacío). Esto usualmente toma aproximadamentedamente 10-20 minutos. Registre los ciclos de micción de 45-120 minutos o menos ciclos de vaciamiento 3-4.
- Observe todo el procedimiento en tiempo real para solucionar las complicaciones que llevarán al artefacto (es decir, retorcimiento del catéter, obstrucción, etc, véase más adelante la discusión).
- Detener la infusión, desconecte el catéter del sistema, y devolver el animal a su jaula.
- Se anestesia el animal con uretano (1.2 g / kg) por inyección intraperitoneal (IP).
- Exponer la vejiga como en los pasos por encima de 1.3-2.4.
- Calibrar el sistema como en el paso 9,2. Preparar el sistema como en el paso 9.4-9.5.
- Insertar una aguja 27G conectado a través de un tubo en T para el transductor de presión y la bomba de infusión en la cara lateral de la vejiga.
- Registre los ciclos de micción de 45-90 minutos.
- Detener la infusión, retirar la aguja de la vejiga y la eutanasia del animal. </ Li>
5. Túnel del catéter cistostomía
6. La colocación del tubo de cistostomía
7. Prueba del catéter y cierre de la incisión abdominal
8. Cierre de la incisión dorsal y fijación del catéter (para ratas)
8. * Cierre de la incisión dorsal y fijación del catéter (de los ratones o ratas)
9. Resultados representativos - Métodos quirúrgicos
La vejiga reconstruido debe ser tan hermético como sea posible para evitar complicaciones relacionadas con una fuga urinaria significativa (Figura 3). Dolor o malestar general, escalofríos, o manifestarse en forma de arañazos y abriendo paso en la incisión abdominal. Esto se puede controlar con inyecciones subcutáneas diarias de un fármaco no esteroide anti-inflamatorio, como meloxicam (0.5-1.0 mg / kg por vía subcutánea). Por lo general, los animales sólo requieren la inyección de los primeros 3 días después de la operación. Esto puede ser complementado con un opioide, tales como buprenorfina (0,05-0,1 mg / kg por vía subcutánea cada hora 8-12) según sea necesario. Los animales deberán ser controlados a los 3 veces al día durante los primeros 3 días después de la operación, TWde hielo al día para el post-operatorio días 3-5 y luego todos los días a partir de entonces para evaluar el dolor, signos de infección, la curación adecuada de la herida, la actividad, el aseo y la turgencia de la piel. Los antibióticos (Baytril, 5mg/kg por vía subcutánea cada 24 horas en un volumen no superior a 0,1 ml) se dan para la cirugía de las 72 horas siguientes, como profilaxis contra la infección quirúrgica. Las señales de recuperación normal son la deambulación normal y los niveles de actividad, la alimentación adecuada y potable, ausencia de dolor o angustia (sin vocalización) y la socialización normal con cagemates. Un tiempo de recuperación de al menos 5-7 días se debe dar antes del análisis cistométrica, para permitir la cicatrización de vejiga y una disminución de la inflamación que podrían afectar los resultados.
Los análisis cistométricos
10. Análisis cistométrico Despierta
11. Análisis inconsciente cistométrico (No catéter suprapúbico)
12. Resultados representativos - Análisis cistométricos
Trazados urodinámicos se pueden analizar para obtener parámetros como volúmenes anulados, el cumplimiento, las puntas de presión de vaciado, el intervalo entre la contracción, el tiempo de ciclo de la micción y los volúmenes de residuo postmiccional.
Cistometrograma se puede dividir en un relleno y una fase de vaciado. Una fase de llenado normal es la porción del ciclo de la micción en el que la vejiga se llena con muy poco cambio en la presión intravesical. Una fase de vaciado normal de la localización consiste en un aumento constante de la presión intravesical que corresponde a la contracción del detrusor. La presión más alta alcanzada durante la fase de vaciado del trazado se denomina la presión miccional máximo. Un pico de presión alta micción podría sugerir un patrón miccional obstructiva, la vejiga o torcedura hipercontráctil un catéter en el SP. El cumplimiento puede ser calculada mediante la adquisición de la relación del volumen instilado During la fase de llenado y el cambio en la presión (= cumplimiento dV / DP). Una vejiga hypocompliant es uno que no está en condiciones adecuadas para dar cabida a los volúmenes de orina a baja presión. El intervalo entre puede calcularse mediante el análisis del tiempo entre dos contracciones como se ve en la cistometrograma. Un corto intervalo entre sugiere una vejiga irritable. El tiempo de ciclo de la micción se refiere al tiempo que tarda un llenado completo y la micción fase para completar y puede ser fácilmente comprobada por el análisis de la localización. A la conclusión de la cistometría, post-vaciado residual (RVP) se puede obtener. Esto se hace por aspiración del catéter suprapúbico a la terminación de una contracción del detrusor. Estos parámetros ayudan al investigador objetivamente estudiar la dinámica de la vejiga, como la vejiga se llena y se vacía.
Figura 1. Fotografía de la incisión abdominaly extrusión de la vejiga.
Figura 2. Incisión vejiga con la exposición de la luz vejiga.
Figura 3. La integración del implante en la pared de la vejiga.
Figura 4. Fotografía de la incisión cerrada.
Figura 5. El extremo abocinado del tubo de PE-50.
Figura 6. PE-50 tubo (catéter) a través de la incisión dorsal.
Figura 7.Bolsa de tabaco sutura.
Figura 8. Fijación del catéter a la vejiga.
Figura 9. Conexión del catéter asegurado.
Figura 10. Tubería flexible en la bolsa subcutánea.
Figura 11. Cierre de la incisión dorsal.
Figura 12. Ejemplo cistométrica puesta a punto.
Figura 13. Cistometría Representante de rastreo.
Discussion
Evaluaciones cistométricos de configuraciones después de la implantación de biomateriales y el aumento de la vejiga en animales pequeños, representa un paso importante en la identificación de validación óptimas características estructurales y mecánicas de los diseños de la matriz para su uso en situaciones clínicas. En este estudio, se describen los métodos quirúrgicos para llevar a cabo el aumento de la vejiga en ratones y ratas, así como técnicas para determinar las propiedades cistométricos urodinámicos de los órganos de ingeniería para las evaluaciones funcionales. Hemos utilizado estas técnicas en múltiples experimentos que involucran tanto en ratones y ratas, con cada experimento que consta de 30 roedores + sin problemas significativos. Nuestro laboratorio de investigación es un conglomerado diverso de científicos básicos y médicos cirujanos y cirujanos con al menos 5-6 años de formación de postgrado quirúrgico que se realiza a los aspectos procedimentales de estos experimentos.
Independientemente del tipo de biomaterial utilizado, la mayor diferenc entre aumentar la vejiga en ratas frente a ratones es el tamaño de la vejiga. Debido al tamaño pequeño de vejiga, la disección y la incorporación del biomaterial es técnicamente más difícil en el ratón. Para ayudar en la visualización, un microscopio quirúrgico puede ser utilizado. Dado que el tamaño de la vejiga en ratas es mayor, es más susceptible a las situaciones donde más de un procedimiento tiene que ser realizado en la vejiga (por ejemplo, el aumento y la colocación de catéter cistostomía). Además, el protocolo anterior describe el uso de tubos de PE-50 para la rata 13, sin embargo, incluso los catéteres grandes de tamaño, hasta PE-100 se han utilizado, especialmente para estudios a largo plazo 14. En ratones, un calibre más pequeño, tales como PE-10 tubo puede ser utilizado 15,16, pero se debe tener en cuenta que más pequeño, más tubos flexibles no pueden transmitir los cambios de presión al transductor con precisión. Además, el método alternativo de asegurar el catéter en el dorso (paso 8 * supra) se realiza en millasdebido a su menor tamaño corporal y la aguja de punta roma y la tapa IV CE son demasiado engorrosos. La desventaja de esto es la necesidad de anestesia para extraer el extremo del catéter en la bolsa subcutánea antes de cistometría.
Los estudios han demostrado que en los días iniciales de los primeros (0-4 días) después de la colocación de los catéteres, cistometría reveló altas presiones de la vejiga y la hiperactividad con los volúmenes miccionales bajos. Estos hallazgos parecen estabilizarse en torno al sexto y el séptimo día 14,17 y por lo tanto, es probablemente el momento ideal para la evaluación cistométrica. Sin embargo, la mayoría de los informes en la literatura realizar cistometría en los primeros 3 días de cateterización de 18 años, y las cuentas de estos para la amplia variación en los parámetros anteriores en relación con el tiempo. Dejar el catéter suprapúbico para una mayor duración de 3 días lleva consigo la morbilidad como el riesgo de piedras, desplazamiento, infección, hematuria y la oclusión del catéter de escombros.
<clase p = "jove_content"> Diferentes tasas de infusión durante la cistomanometría se han descrito de 1-3mL/hr para los ratones y 15,16 para las ratas 10-11mL/hr 13,19,20. Las tasas de suprafisiológicas de infusión puede causar presiones falsamente elevadas 14. Utilizamos una velocidad de infusión de 12,5 l / min (0,75 ml / h) para ratones y 100 l / min (6 ml / h) para las ratas en nuestra configuración, pero menores tasas también puede ser utilizada. La temperatura de la solución salina fisiológica debe ser por lo menos a temperatura ambiente, aunque tibia (37 °) de solución salina es más óptima con el fin de evitar hiperactividad de la vejiga provocada con infundir solución fría. En la cistometría despierto, es crucial para permitir la estabilización del patrón de la micción cuando el animal se convierte en ajustarse a la jaula, que en nuestra experiencia requiere un período de ~ 10-20 minutos. Después de esto, los ciclos regulares de la micción puede ser grabado para 45-120 minutos o, como mínimo, los ciclos de vaciamiento 3-4. El animal debe ser observado en tiempo real ya que el animal es de libre Moving, y complicaciones como torsión o retorcimiento del catéter puede alterar el análisis cistométrica. Limitar el ruido ambiental durante la cistomanometría se desea disminuir el movimiento de los animales y artefactos posteriores. Cistometría inconsciente no tiene los problemas concomitantes como la cistometría despierto, pero varios anestésicos se ha demostrado que inhibir las contracciones espontáneas de vejiga. Esta inhibición se corresponde directamente con la duración prevista de la acción de los fármacos anestésicos, es decir, cuando desaparece el efecto anestésico, las contracciones espontáneas reanudar la 14. Por otra parte, las presiones medidas cuando la vejiga se desbordó, eran estadísticamente mayor en ratas anestesiadas, ambos vivos y post mortem, lo que indica un efecto sobre las propiedades de cumplimiento pasivos de la pared de la vejiga. Este efecto se ve con pentobarbital 21, ketamina, y cloralosa AI / IP, además de halotano inhalado e intratecal nesacaine 14. Un estudio más amplio de las diversas confirmación anestésicosm este hallazgo con la supresión del reflejo de micción de los anestésicos inhalatorios tanto (isoflurano y metoxiflurano) y barbitúricos (pentobarbital y thiobutabarbital) en los niveles de anestesia moderada 17. Este efecto se observó con los niveles de luz uniforme o sedantes de la anestesia con medicamentos como el fentanilo-droperidol y la ketamina-diazepam, y como en el estudio anterior, ya que el efecto de la anestesia disminuido, al igual que la inhibición de la 17. Para este procedimiento, uretano inyecciones intraperitoneales se puede utilizar ya que se ha demostrado que la micción reflejo se conserva, además de facilitar una anestesia adecuada 17,22. Además, no hay efecto se observa con respecto a las presiones de micción 23. Colocación de un catéter suprapúbico para la cistometría se describe aquí, ya que el cateterismo intrauretral se ha demostrado que tienen mayores curvas de presión de la vejiga y menores tasas de flujo constante en relación con la obstrucción del tracto urinario inferior 24.Por otra parte, el cateterismo intrauretral sólo es factible en animales anestesiados, y aún así, el cateterismo puede ser difícil, especialmente en los roedores machos y ratones.En conclusión, la elección de cuál es el modelo a utilizar para el aumento de la vejiga y / o análisis cistométrica depende de los objetivos del estudio específico. Desde un punto de vista técnico el modelo de rata con claridad tiene la ventaja por las razones expuestas anteriormente. Sin embargo, el modelo de ratón puede ser utilizado en los estudios que evalúan las funciones específicas de los productos finales de genes codificados en las enfermedades de las vías urinarias, debido a su susceptibilidad a la manipulación genética. Esto no es generalmente factible en la rata.
Cistometría despierto la mayor parte reproduce con precisión el estado fisiológico normal en el que dichos animales se sometan a sus ciclos de micción, y por lo tanto, es probable que dé una determinación fisiológica más fiable de la función de la vejiga. Por otra parte, la variable de confusión de los efectos directos de unanesthetics en función de la vejiga se evita.
Disclosures
No hay conflictos de interés declarado.
Acknowledgments
Estos estudios fueron financiados, en parte, por el Fondo del Hospital Infantil de Boston, los ingresos de Urología Fundación y los Institutos Nacionales de Salud subvenciones NIBIB P41-EB002520 (Kaplan); NIDDK T32-DK60442 (Freeman); NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). Reconocemos el Dr. Peter Zvara de la Universidad de Vermont para la asistencia en el establecimiento de la técnica de colocación de la sonda de cistostomía y cistometría.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Shaving shears | Preparation of rat/mouse for surgery | ||
| Sterile drapes, betadine, 70% ethanol, sterile gauze | Preparation of sterile surgical field | ||
| Instruments: | |||
| Scalpel blade | Skin incision | ||
| forceps with teeth | Manipulating skin | ||
| Fine forceps | Atraumatic (no teeth), no serrations or with fine serrations to manipulate | ||
| Small needle driver | Sharp tissue dissection | ||
| Metzenbaum scissors | Bldder incision | ||
| Tenotomy scissors | For retraction sutures and to develop subcutaneous tunnel (cystostomy catheter) | ||
| Small curved clamps | Subcutaneous tunnel (cystostomy catheter) | ||
| Sutures: | |||
| 6-0 polypropylene sutures | Bladder stay sutures and pursestring suture | ||
| 7-0 polyglactin suture | Anastomosis of scaffold to bladder | ||
| 4-0 polyglactin suture | Closure of muscle/skin | ||
| 3-0 or 4-0 Silk suture | Securing catheter tip to skin | ||
| Needles and syringes: | |||
| 18 Gauge needle | Piercing the bladder for cystostomy catheter | ||
| 25 and 30 Gauge needles | Testing bladder for leakage | ||
| 1 mL saline filled syringe | |||
| 22 Gauge blunt tip needle | |||
| Cystostomy catheter: | |||
| PE-50 tubing | |||
| Lighter | Flaring PE-50 tubing | ||
| Small curved clamp | Developing subcutaneous tunnel | ||
| Cystometry: | |||
| MLT844 ADInstruments data capture and LabChart software | Pressure data acquisition | ||
| Harvard 22 syringe pump (Harvard Apparatus, Holliston, MA) | Fluid infusion pump | ||
| Anesthetics (Unconscious cystometry): | |||
| Isoflurane | Induction/maintenance of general anesthesia | ||
| Urethane | Unconconscious cystometry | ||
| Bupivicaine or equivalent | Local anesthesia | ||
| Meloxicam | Post-operative analgesia | ||
| Buprenorphine | Post-operative analgesia | ||
References
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