Summary

Opprette Lim og Løselig overgangar for Imaging Cell Migration med fluorescens mikroskopi

Published: April 04, 2013
doi:

Summary

Fremgangsmåte for sammenstilling av klebende og løselig gradienter i en mikroskopi kammer for live celle migrasjon studier er beskrevet. De utviklet miljø kombinerer bunnstoff overflater og lim spor med løsning gradienter og derfor gjør det mulig å bestemme den relative betydningen av veiledning signaler.

Abstract

Celler kan føle og migrere mot høyere konsentrasjoner av selvklebende signaler som de glykoproteiner av ekstracellulær matriks og løselige signaler som vekstfaktorer. Her, skissere vi en fremgangsmåte for å lage motstridende gradienter av klebende og løselig pekepinner i en microfluidic kammer, som er kompatibel med levende celle bildebehandling. En kopolymer av poly-L-lysin og polyetylenglykol (PLL-PEG) er anvendt for å passivere glass dekkglass og hindre ikke-spesifikk adsorpsjon av biomolekyler og celler. Neste, microcontact utskrift eller dip penn litografi er brukt til å lage sporene streptavidin på passiverte overflater for å tjene som forankringspunkter for biotinylert peptid arginin-glycin-asparaginsyre (RGD) som limet stikkordet. En microfluidic enheten er plassert på den modifiserte overflaten og brukes til å lage gradient av selvklebende pekepinner (100% RGD til 0% RGD) på streptavidin spor. Endelig, er det samme microfluidic enhet som brukes til å opprette en gradient av en kjemotiltrekkende sukh som føtalt bovint serum (FBS), som det løselige stikkordet i motsatt retning av gradienten av selvklebende signaler.

Introduction

Rettet celle migrasjon er en grunnleggende egenskap av mange celler og er en viktig del av mange normale fysiologiske prosesser, herunder embryoutvikling, forsvar mot infeksjoner og sårheling. I tillegg spiller cellemigrering også en fremtredende rolle i mange sykdommer som vaskulær sykdom, tumorcelle metastasering og kronisk inflammasjon 1,2. Mens de klassiske statene celle migrasjon – polarisering, protrusion forlengelse, dannelse av vedheft, kraft generasjon og bak tilbaketrekking – er generelt akseptert 3,4, har klarlegging av Spatiotemporal mekanismer som signal integrasjon er koordinert vært mer utfordrende.

Den ekstracellulære matriks (ECM) fungerer som et substrat for celleadhesjon, og gjennom iboende kjemisk 5 og fysiske 6 mangfold, gir retningsbestemte signaler for celle navigering 7,8. I tillegg til disse lim pekepinner 9, oppløselige faktorer 10-12 </ Sup> for eksempel chemokines og vekstfaktorer kan indusere rettet celle migrasjon gjennom kjemotiltrekkende reseptorer og deres nedstrøms motogenic signalveier. Foreløpig er det ikke kjent om engasjement og signalering gjennom adhesjonsreseptorer (dvs. integriner) eller kjemotiltrekkende reseptorer som reseptor tyrosinkinase (RTK) er dominerende. Det er heller ikke kjent om hierarkier av reseptorsystemer er celletype bestemt.

Levende celle mikroskopi gir et vell av informasjon som ikke er tilgjengelig i bulk analyser og kan kombineres med microfluidic enheter å generere graderinger av immobilisert 13,14 og løselig pekepinner 15 16. Metoden beskrevet her anvender en serie enkle og etablerte trinn for overflatemodifisering sammen med et kommersielt tilgjengelig microfluidic kammer for å opprette en avbildning assay for celle migrasjon som lett kan gjennomføres på en cellebiologi laboratorium (figur 1). Den sammensattemicrofluidic enhet har optiske egenskaper som er sammenlignbare med glass 17 og gradienter av diffusjonsevne molekyler er stabil i minst 16 timer. Systemet kan brukes til epifluorescence og avanserte mikroskopi teknikker. I motsetning til andre chemotaxis oppsett 18, er dette systemet egnet for opptak langsomt migrere, adherente celler. Viktigere er systemet modulært og lett tillater innføring av alternative klebemiddel eller oppløselige migrasjon signaler og undersøkelse av forskjellige celletyper.

Protocol

1. Passivisering av Glass Dekkglass med PLL-PEG-biotin Dette trinnet er utformet for å passivere overflaten slik at cellene fester seg og migrere bort bestemte områder på dekkglass som opprettes med microcontract trykkteknikker (Trinn 2-3a) eller dip penn litografi (Trinn 3b). For passivering, er en co-polymer av poly-L-lysin (PLL) og polyetylenglykol (PEG) som brukes i hvilken 20% av PEG molekyler blir podet til biotin (PLL-PEG-biotin). Å rengjøre glass dekkglass (18 mm x 18…

Representative Results

For å forstå hvordan celle integrere trekkende signaler 25, har vi utviklet en metode for å bildet celler med fluorescens mikroskopi som vandrer i et miljø med konkurrerende lim og løselig gradienter (figur 1). Selvklebende spor som inneholdt fluorescerende streptavidin og biotinylert RGD ble opprettet med microcontact trykte spor og dip penn litografi (figur 2). Vellykket microcontact trykkteknikker indikeres av linje profilen av fluorescensintensiteten tvers sporene de…

Discussion

I denne protokollen, brukte vi en kommersielt tilgjengelig microfluidic enhet (klebrig-Slide chemotaxis 3D fra Ibidi) for å studere effektene av kjemisk modifiserte overflater og kjemotiltrekkende graderinger på celle migrasjon. Dette microfluidic oppsettet krever ikke flyt fordi gradienten er etablert ved diffusjon langs lengden av kanalen. Dette er viktig fordi strømning kunne differensielt påvirke langsomt migrerende celler slik som fibroblaster som danner stabile fokale adhesjoner og raske migrerende …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne erkjenner støtte fra den australske Forskningsrådet og National Health and Medical Research Council of Australia og liker også å takke Australian National Fabrication Facility for SU-8 master for microcontact utskrift. SHN støttes av departementet for høyere utdanning Malaysia og Universiti Sains Malaysia.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalogue Number Comments
Coverglass staining outfits Thomas Scientific 8542 E40 Coverslip rack
Oven Binder ED 53 series
Silicon wafer Silicon Quest 708-007 Boron doped <100> wafer, 4″ diameter, 500 μm, single side polished
GM1070 SU-8 photoresist Gersteltec Sarl
SU-8 developer Gersteltec Sarl
Sylgard 184 curing agent Dow Corning
Sylgard 184 elastomer prepolymer Dow Corning  
PLL-PEG-biotin (20%) SuSos AG PLL(20)-g[3.5]-PEG(2)/PEG(3.4)-Biotin (20%) 1 mg/ml in PBS
Fluorescein Sigma 46955 1 mM in PBS
Streptavidin-AlexaFluor350 Invitrogen S-11249 1 mg/ml in PBS
Biotin-4-fluorescein Invitrogen B-1370 0.03 μg/μl in PBS
Biotin-RGD GenScript SC1208 0.03 mg/ml in PBS
Syto 64 Red Invitrogen S-11346 1 μM in PBS
Sticky slide chemotaxis 3D Ibidi 80328
200 μl Greiner yellow bevelled tip Greiner Bio-One 739261
Vaseline Sigma 16415
Paraffin wax, mp 55-57 °C Sigma 327204
Nano eNabler 10 μm cantilever BioForce SPT-S-C-10s
Image J software National Institute of Health rsbweb.nih.gov/ij/download.html
Manual Tracking plugin Fabrice Cordelières rsb.info.nih.gov/ij/plugins/track/track.html
Chemotaxis and Migration Tool Ibidi GmbH www.ibidi.com/applications/ap_chemotaxis.html

References

  1. Pulsipher, A., Yousaf, M. N. Surface Chemistry and Cell Biological Tools for the Analysis of Cell Adhesion and Migration. Chem. BioChem. 11, 745-753 (2010).
  2. Hall, A. The cytoskeleton and cancer. Cancer Metastasis Reviews. 28, 5-14 (2009).
  3. Parsons, J. T., Horwitz, A. R., Schwartz, M. A. Cell adhesion: integrating cytoskeletal dynamics and cellular tension. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 11, 633-643 (2010).
  4. Geiger, B., Spatz, J. P., Bershadsky, A. D. Environmental sensing through focal adhesions. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, 21-33 (2009).
  5. Roussos, E. T., Condeelis, J. S., Patsialou, A. Chemotaxis in cancer. Nature Reviews Cancer. 11, 573-587 (2011).
  6. Petrie, R. J., Doyle, A. D., Yamada, K. M. Random versus directionally persistent cell migration. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, 538-549 (2009).
  7. Geiger, B., Yamada, K. M. Molecular architecture and function of matrix adhesions. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3, (2011).
  8. Ngalim, S. H., Magenau, A., Saux, G. L. e., Gooding, J. J., Gaus, K. How do cells make decisions: engineering micro- and nanoenvironments for cell migration. Journal of Oncology. 2010, 363106 (2010).
  9. Roy, D. C., Wilke-Mounts, S. J., Hocking, D. C. Chimeric fibronectin matrix mimetic as a functional growth- and migration-promoting adhesive substrate. Biomaterials. 32, 2077-2087 (2011).
  10. Jin, T., Xu, X., Hereld, D. Chemotaxis, chemokine receptors and human disease. Cytokine. 44, 1-8 (2008).
  11. Xu, X., Jin, T. Imaging G-protein Coupled Receptor (GPCR)-mediated Signaling Events that Control Chemotaxis of Dictyostelium Discoideum. J. Vis. Exp. (55), e3128 (2011).
  12. Chung, B. G., et al. A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology. J. Vis. Exp. (7), e271 (2007).
  13. Rhoads, D. S., Guan, J. L. Analysis of directional cell migration on defined FN gradients: role of intracellular signaling molecules. Exp. Cell Res. 313, 3859-3867 (2007).
  14. Park, J., et al. Simple haptotactic gradient generation within a triangular microfluidic channel. Lab on a Chip. 10, 2130-2138 (2010).
  15. Li Jeon, N., et al. Neutrophil chemotaxis in linear and complex gradients of interleukin-8 formed in a microfabricated device. Nat. Biotech. 20, 826-830 (2002).
  16. Joanne Wang, C., et al. A microfluidics-based turning assay reveals complex growth cone responses to integrated gradients of substrate-bound ECM molecules and diffusible guidance cues. Lab on a Chip. 8, 227-237 (2008).
  17. Pujic, Z., Mortimer, D., Feldner, J., Goodhill, G. J. Assays for eukaryotic cell chemotaxis. Combinatorial Chemistry & High Throughput Screening. 12, 580-588 (2009).
  18. Thery, M., Piel, M. Adhesive micropatterns for cells: a microcontact printing protocol. Cold Spring Harbor protocols. 2009, pdb prot5255 (2009).
  19. Shen, K., Qi, J., Kam, L. C. Microcontact Printing of Proteins for Cell Biology. J. Vis. Exp. (22), e1065 (2008).
  20. Shin, Y., et al. Microfluidic assay for simultaneous culture of multiple cell types on surfaces or within hydrogels. Nat. Protocols. 7, 1247-1259 (2012).
  21. Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography for micro- and nanoscale patterning. Nat. Protocols. 5, 491-502 (2010).
  22. Huang, Y., Agrawal, B., Sun, D., Kuo, J. S., Williams, J. C. Microfluidics-based devices: New tools for studying cancer and cancer stem cell migration. Biomicrofluidics. 5, 13412 (2011).
  23. Hillborg, H., et al. Crosslinked polydimethylsiloxane exposed to oxygen plasma studied by neutron reflectometry and other surface specific techniques. Polymer. 41 (00), 6851-6863 (2000).
  24. Liu, L., Ratner, B. D., Sage, E. H., Jiang, S. Endothelial Cell Migration on Surface-Density Gradients of Fibronectin, VEGF, or Both Proteins. Langmuir. 23, 11168-11173 (2007).
  25. Friedl, P., Wolf, K. Plasticity of cell migration: a multiscale tuning model. The Journal of Cell Biology. 188, 11-19 (2010).
  26. Moazzam, F., DeLano, F. A., Zweifach, B. W., Schmid-Schönbein, G. W. The leukocyte response to fluid. Proceedings of the National Academy of Sciences. 94, 5338-5343 (1997).
  27. Walker, G. M., et al. Effects of flow and diffusion on chemotaxis studies in a microfabricated gradient generator. Lab on a Chip. 5, 611-618 (2005).
  28. Perl, A., Reinhoudt, D. N., Huskens, J. Microcontact Printing: Limitations and Achievements. Adv. Mater. 21, 2257-2268 (2009).
  29. Salaita, K., Wang, Y., Mirkin, C. A. Applications of dip-pen nanolithography. Nat. Nano. 2, 145-155 (2007).
  30. Wouters, D., Schubert, U. S. Nanolithography and nanochemistry: probe-related patterning techniques and chemical modification for nanometer-sized devices. Angewandte Chemie (International ed. in English). 43, 2480-2495 (2004).
  31. Xia, N., et al. Directional control of cell motility through focal adhesion positioning and spatial control of Rac activation. FASEB J. 22, 1649-1659 (2008).
  32. Oakes, P. W., Beckham, Y., Stricker, J., Gardel, M. L. Tension is required but not sufficient for focal adhesion maturation without a stress fiber template. The Journal of Cell Biology. 196, 363-374 (2012).

Play Video

Cite This Article
Ngalim, S. H., Magenau, A., Zhu, Y., Tønnesen, L., Fairjones, Z., Gooding, J. J., Böcking, T., Gaus, K. Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy. J. Vis. Exp. (74), e50310, doi:10.3791/50310 (2013).

View Video