Summary

Измерение пространственных и временных Ca<sup> 2 +</sup> Сигналы в Arabidopsis растений

Published: September 02, 2014
doi:

Summary

Сигнализации Ca 2 + регулирует разнообразные биологические процессы в растениях. Здесь мы представляем подходы для мониторинга абиотическую стресс, вызванный пространственная и временная Са 2 + сигналы в Arabidopsis клеток и тканей с использованием генетически закодированные Ca 2 + показатели экворин или Case12.

Abstract

Развивающие и средовые сигналы вызывают Ca 2 + колебания в клетках растений. Стимул конкретных пространственно-временные Са 2 + модели воспринимаются сотовых Ca 2 + связывающих белков, которые инициируют Ca 2 + сигнальные каскады. Тем не менее, мы все еще ​​мало знаем о том, как стимул сигналы конкретного Ca 2 + генерируются. Специфика сигнала Са 2 + может быть связано с сложной регуляции деятельности каналов Са 2 + и / или перевозчиков в ответ на данный стимул. Чтобы определить эти клеточные компоненты и понять свои функции, она имеет решающее значение для использования системы, позволяющие чувствительный и надежный запись сигналов Ca 2 + как на тканевом и клеточном уровнях. Генетически кодируемые Са 2 + показатели, которые ориентированы на различные клеточные отсеков обеспечили платформу для живых клеток конфокальной микроскопии клеточных Са 2 + сигналов. Здесь мы опишем инструкциюс для использования двух Са 2 + систем обнаружения: экворин основе ФАС (фильм клейкие саженцы) люминесценции Ca 2 + изображений и case12 основе конфокальной флуоресцентной живая клетка Ca 2 + изображения. Свечение изображений с помощью системы FAS обеспечивает простой, надежный и чувствительный обнаружение пространственных и временных Са 2 + сигналов на тканевом уровне, в то время как конфокальной микроскопии живых клеток с помощью Case12 обеспечивает одновременное обнаружение цитозольного и ядерных Са 2 + сигналов с высоким разрешением.

Introduction

Растительная клетка реагирует на окружающую среду посредством сигнализации, которая координирует сотовые действия. Рано клеток событие сигнализации в ответ на раздражители среды является переходным Ca 2 + увеличение. Узор, или подпись преходящим повышением в свободном Са 2 + концентрации характеризуется своей амплитудой, частотой и длительностью. Различные пространственно-временные подписи Ca 2 + регулировать различные клеточные активности 1. Конкретные стимулы, такие как тепло, холод, соль, засухи, света, или растительных гормонов, может точно настроить пространственно-временную активность мембранных локализованные Са 2 + каналов и / или перевозчиков, в результате конкретных Са 2 + подписей. Хотя Са 2 + транспортеры были хорошо характеризуется, мало известно о молекулярных идентичностей и функций каналов Ca 2 + в растения 1. Генетические экраны для мутантов с измененной Са 2 + ответ на стресс стимулы могут быть эффективным октренере для идентификации компонентов, которые составляют подписей Ca 2 +. Недавно на основе нескольких экворин Са 2 + системы обнаружения были разработаны облегчить генетические экраны для Са 2 + компоненты сигнализации в ответ атаки патогена и абиотическим стрессам 2-4.

Экворин был впервые использован для обнаружения Са 2 + сигналы в растениях в начале 1990-х годов 5. С тех пор, экворин была ориентирована в различных клеточных компартментах, таких как цитоплазме 5, 6 ядра, хлоропластов 7, 8, тонопласт митохондрий 9, 10 и стромы, а также в различных типах клеток в корне, чтобы контролировать конкретную клетку Са 2 + сигналы 11. Измерений, основанный экворин Ca 2 + выявить пространственную и временную Ca 2 + ответ популяции клеток под напряжением стимулы. Тем не менее, в большинстве случаев, Са 2 + ответы одиночных клеток являются unsynchroniзет в ответивших ткани 4. Поэтому записи экворин Ca 2 + не обязательно сообщить Са 2 + сигнал в индивидуальных клетках. В последние годы, генетически кодируемых флуоресцентный белок (ФП) основе Ca 2 + показатели, такие как желтый Cameleon (YCS) 12 и 13 CASEs12 были использованы для изучения Са 2 + сигналов с высоким разрешением субклеточном. YCS являются флуоресценции резонансный перенос энергии (FRET) основе Ca 2 + показатели, содержащий CFP и YFP варианты связаны с Са 2 +-связывающий белок кальмодулин и калмодулин связывания пептида М13. Кальмодулин претерпевает конформационные изменения, как он связывается с Са 2 +, тем самым приносит CFP и YFP ближе друг к другу, что приводит к увеличению передачи энергии (усиливается лад). Уровень FRET в течение долгого времени, рассчитанный примерно как отношение YFP к интенсивности сигналов CFP, отражает внутриклеточного Ca2 + динамику. Несколько YC варианты были использованы в растениях. YC3.6 было тargeted в цитозоль 14,15, ядра 16, митохондрий 17 и мембране 18, и YC4.6 и D4ER были направлены в отделение скорой 15,19, и D3cpv была направлена ​​на пероксисомах 20. Трансгенные растения, выражающие YCS позволить жить-ячейки изображения Ca 2 + динамики внутри различных клеточных отсеках различных типов клеток. Случаях (предположительно Ca lcium себе nsor) одиночные циркулярно переставляются флуоресцентные белки (cpFPs), несущие калмодулин и калмодулина-связывающий пептид М13. После связывания с Са 2 +, МИОНы пройти конформационные изменения, что приводит к увеличению интенсивности флуоресценции. Корреляция между ответ флуоресценции МИОНа и Са 2 + концентрации позволяет внутриклеточный Ca 2 + динамика должна быть измерена количественно. Case12 вариант увеличилась флуоресценции 12 раз в Са 2 + -насыщенных форм. Н. benthiminana растения временно EXPRэссинга Case12 или Arabidopsis растения, стабильно экспрессирующие Case 12 были использованы для изучения Ca 2 + сигнализацию в оборонной и абиотическим стрессам 4,21. Асинхронный пространственная и временная Ca 2 + колебания в клетках, отвечающих на атаки патогена, или к обезвоживанию стресса были выявлены с основанной Case12 Са 2 + визуализации.

Здесь мы представляем подробные инструкции по экворин основе люминесценции визуализации ткани, так и стимулов определенной Са 2 + динамика в Arabidopsis рассаду, и для конфокальной микроскопии от цитозольной и ядерной Са 2 + динамика в Arabidopsis корневых клеток, которые выражают Дело 12. люминесценции изображений ФАС может быть адаптирована для анализа стресс-индуцированной Ca 2 + динамику в целые растения или тканей, не описанных здесь, или для скрининга мутагенизированных популяции растений Arabidopsis для мутантов с измененной стресса, вызванного Са 2 + сигналов. Установка изображений живых клеток Ca 2 + могут быть адаптированы для анализа Ca2 + динамика в рамках различных отсеков subcelluar или в различных типах клеток с помощью других Ca 2 + показатели.

Protocol

1 экворин основе Ca 2 + изображений Использование системы FAS Подготовка саженцев для визуализации люминесценции. Стерилизацию семена Arabidopsis растений, экспрессирующих экворин 10% раствором хлорной извести, содержащей 0,01% Triton-100. Сейте стерильные семена на квадратной пластины (10 …

Representative Results

Маннитол, NaCl и H 2 O 2 были использованы в качестве прокси для обезвоживания, соли и окислительного стресса стимулов, соответственно. Чтобы убедиться, что тяжелых ионов металла Cu 2 + синергетический эффект с любой из этих трех стрессовых раздражителей, мы сравнили Ca 2 +</s…

Discussion

Мы продемонстрировали систему FAS для записи пространственно-временную Ca 2 + ответ Arabidopsis рассады. Это ФАС Ca 2 + система записи обеспечивает простой, чувствительный и надежный подход, который может быть адаптирован для измерения Са 2 + динамику запускаются различными стим…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We are grateful to B. Stevenson for technical assistance and Dr Marc R. Knight for providing Aequorin transgenic line. This work was funded by the National Institutes of Health Grant R01 GM059138.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
10X10 cm square petri dish  VWR 60872-310
adhesive film  VWR 60941-062
polyethylene tubing PerkinElmer 9908265
1 mL syringe  VWR 53548-000
silicone grease  Beckman 335148
2-well chambered cover glass  Nalge Nunc international 155379
8-well chambered cover glass Nalge Nunc international 155409
luminescence imaging system  Princeton Instruments N/A
inverted confocal laser-scanning microscope  Nikon Instruments Inc. N/A Nikon A1R 
Imaging software Nikon Instruments Inc. N/A Nikon Elements 
ImageJ NIH N/A Public domain, Java-based image processing program
DataGraph Visual Data Tools Inc N/A DataGraph 3.1.1 is the newest version
coelenterazine NanoLight Technolgies #301B NF-BCTZ-FB
All purpose Bleach Any local store N/A
Triton X-100 Fisher BP151500
MS salt Phytotechnology Labs M524-50L
sucrose VWR BDH8029-12KG
Agar Sigma A1296-5KG
Phytagel Sigma P8169-1KG

References

  1. Kudla, J., Batistic, O., Hashimoto, K. Calcium signals: the lead currency of plant information processing. Plant Cell. 22 (3), 541-563 (2010).
  2. Pan, Z., Zhao, Y., Zheng, Y., Liu, J., Jiang, X., Guo, Y. A high-throughput method for screening Arabidopsis mutants with disordered abiotic stress-induced calcium signal. J. Genet. Genomics. 39 (5), 225-235 (2012).
  3. Ranf, S., et al. Defense-related calcium signaling mutants uncovered via a quantitative high-throughput screen in Arabidopsis thaliana. Mol. Plant. 5 (1), 115-130 (2012).
  4. Zhu, X., Feng, Y., Liang, G., Liu, N., Zhu, J. K. Aequorin-based luminescence imaging reveals stimulus- and tissue-specific Ca2+ dynamics in Arabidopsis plants. Mol. Plant. 6 (2), 444-455 (2013).
  5. Knight, M. R., Campbell, A. K., Smith, S. M., Trewavas, A. J. Transgenic plant aequorin reports the effects of touch and cold-shock and elicitors on cytoplasmic calcium. Nature. 352 (6335), 524-526 (1991).
  6. Van der Luit, A. H., Olivari, C., Haley, A., Knight, M. R., Trewavas, A. J. Distinct calcium signalling pathways regulate calmodulin gene expression in tobacco. Plant Physiol. 121 (3), 705-714 (1999).
  7. Johnson, C. H., et al. Circadian oscillations of cytosolic and chloroplastic free calcium in plants. Science. 269 (5232), 489-503 (1995).
  8. Knight, H., Trewavas, A. J., Knight, M. R. Cold calcium signaling in Arabidopsis involves two cellular pools and a change in calcium signature after acclimation. Plant Cell. 8 (3), 489-503 (1996).
  9. Logan, D. C., Knight, M. R. Mitochondrial and cytosolic calcium dynamics are differentially regulated in plants. Plant Physiol. 133 (1), 21-24 (2003).
  10. Mehlmer, N., Parvin, N., Hurst, C. H., Knight, M. R., Teige, M., Vothknecht, U. C. A toolset of aequorin expression vectors for in planta studies of subcellular calcium concentrations in Arabidopsis thaliana. J. Exp. Bot. 63 (4), 1751-1761 (2012).
  11. Kiegle, E., Moore, C. A., Haseloff, J., Tester, M. A., Knight, M. R. Cell-type-specific calcium responses to drought, salt and cold in the Arabidopsis root. Plant J. 23 (2), 267-278 (2000).
  12. Palmer, A. E., Tsien, R. Y. Measuring calcium signaling using genetically targetable fluorescent indicators. Nat. Protoc. 1 (3), 1057-1065 (2006).
  13. Souslova, E., et al. Single fluorescent protein-based Ca2+ sensors with increased dynamic range. BMC. Biotechnol. 7, 37-46 (2007).
  14. Tanaka, K., Swanson, S., Gilroy, S., Stacey, G. Extracellular nucleotides elicit cytosolic free calcium oscillations in Arabidopsis. Plant Physiol. 154 (2), 705-719 (2010).
  15. Iwano, M., et al. Fine-tuning of the cytoplasmic Ca2+ concentration is essential for pollen tube growth. Plant Physiol. 150 (3), 1322-1334 (2009).
  16. Sieberer, B., Chabaud, M., Timmers, A., Monin, A., Fournier, J., Barker, D. A nuclear-targeted Cameleon demonstrates intranuclear Ca2+ spiking in Medicago truncatula root hairs in response to rhizobial nodulation factors. Plant Physiol. 151 (3), 1197-1206 (2009).
  17. Loro, G., Drago, I., Pozzan, T., Lo Schiavo, F., Zottini, M., Costa, A. Targeting of Cameleons to different subcellular compartments reveals a strict cytoplasmic/mitochondrial Ca2+ handling relationship in plant cells. Plant J. 71 (1), 1-13 (2012).
  18. Krebs, M., et al. FRET-based genetically encoded sensors allow high-resolution live cell imaging of Ca2+ dynamics. Plant J. 69 (1), 181-192 (2012).
  19. Bonza, M. C., Loro, G., Behera, S., Wong, A., Kudla, J., Costa, A. Analyses of Ca2+ accumulation and dynamics in the endoplasmic reticulum of Arabidopsis root cells using a genetically encoded Cameleon sensor. Plant Physiol. 163 (3), 1230-1241 (2013).
  20. Costa, A., et al. H2O2 in plant peroxisomes: An in vivo analysis uncovers a Ca2+ dependent scavenging system. Plant J. 62 (5), 760-772 (2010).
  21. Zhu, X., Caplan, J., Mamillapalli, P., Czymmek, K., Dinesh-Kumar, S. P. Function of endoplasmic reticulum calcium ATPase in innate immunity-mediated programmed cell death. EMBO J. 29 (5), 1007-1018 (2010).
  22. Roszik, J., Lisboa, D., Szöllosi, J., Vereb, G. Evaluation of intensity-based ratiometric FRET in image cytometry–approaches and a software solution. Cytometry A. 75 (9), 761-767 (2009).
  23. Kotlikoff, M. I. Genetically encoded Ca2+ indicators: using genetics and molecular design to understand complex physiology. J. Physiol. 578 (Pt 1), 55-67 (2007).
  24. Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nat methods. 6 (12), 875-881 (2009).
  25. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging. J Neurosci. 32 (40), 13819-13840 (2012).

Play Video

Cite This Article
Zhu, X., Taylor, A., Zhang, S., Zhang, D., Feng, Y., Liang, G., Zhu, J. Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants. J. Vis. Exp. (91), e51945, doi:10.3791/51945 (2014).

View Video