В режиме реального времени рентгеновских изображений легочных объемов жидкости в неонатальном Мышь легких
Summary
We present a protocol to assess the rate of alveolar fluid clearance or pulmonary edema in neonatal mouse lung using X-ray imaging technology.
Abstract
При рождении легких испытывает глубокое фенотипическую переход от секреции к абсорбции, что позволяет для адаптации к дыханию независимо друг от друга. Развитие и поддержание этого фенотипа является критически важным при нормальном альвеолярного роста и газообмена в течение всей жизни. Некоторые в пробирке исследования охарактеризовали роль ключевых регуляторных белков, сигнальных молекул и стероидных гормонов , которые могут повлиять на скорость клиренса жидкости легких. Однако в естественных условиях обследования должны быть выполнены , чтобы оценить , играют ли эти регуляторные факторы важные физиологические роли в регуляции перинатальной поглощения жидкости из легких. Таким образом, использование в реальном масштабе времени изображений рентгеновским излучением для определения перинатального клиренс жидкости легких или отек легких, представляет собой технологический прогресс в этой области. Здесь мы объясним и проиллюстрировать подход для оценки скорости альвеолярного клиренса жидкости легких и альвеолярного затоплению у мышей C57BL / 6 в послеродовой день 10 насING рентгеновских изображений и анализа. Успешная реализация этого протокола требует предварительного одобрения со стороны институциональных уходу и использованию животных комитетов (IACUC), на мелких животных системы визуализации в естественных условиях рентгеновского и совместимого программного обеспечения молекулярной визуализации.
Introduction
При рождении у новорожденного легких должен перейти от секретирующих жидкости к жидкости поглощая органу установить адекватную вентиляцию и оксигенацию организма. Механизмы, которые способствуют (или мешает) эффективное оформление легочной жидкости в момент рождения остаются неясными. Моделирование скорости альвеолярного клиренса жидкости в C57BL / 6 новорожденных мышат мыши приведет к лучшему пониманию регуляторных факторов, которые могут усиливать или ослаблять скорость поглощения жидкости. Она также может быть применен к другим неонатальных модели острого повреждения легких или инфекции, и может привести к новым терапевтическим стратегиям для новорожденных с респираторным дистресс-синдромом.
Так как новорожденные легкие мизер по сравнению с взрослыми легкие, обычные меры альвеолярного клиренса жидкости, которые полагаются на лаважа или гравиметрических измерений не могут быть пригодны для точного изучения зазора легочной жидкости в неонатальных легких моделей. В этом протоколе, мы демонстрируют анализ, который позволяетточное определение альвеолярных уровень раскрываемости жидкости в послеродовых мышат день 10 C57BL / 6 мышей с использованием небольшого животного томографа. Одним из главных преимуществ использования рентгеноскопии подхода является то , что животные изображаются в естественных условиях. Они свободно дышать и может оправиться от этого минимально инвазивной анализа для дальнейшего наблюдения и изучения. Общая цель этого метода заключается в моделировании отека легких у новорожденных легких, а также оценить скорость альвеолярного клиренса жидкости в неонатальном легких. Эта методика была разработана, в частности, как стратегия сокращения, чтобы уменьшить количество животных, необходимых, но максимально экспериментальный выход. Этот метод также позволяет для превосходного обнаружения объемов жидкости в легких с помощью рентгеновских изображений и требует знания в основной сдержанности животных и регулировать 1; небольшой операции на животных и трахеи закапывания 2, маленькое животное тепловизор, и базовое программное обеспечение для анализа изображений. Исследователи , которые хотят , чтобы оценить объемы легочной жидкости в естественных условиях (свободно BREathing наркозом животных моделей) могут найти эту процедуру, подходящую для их применения. И, наконец, этот протокол может дополнить другие существующие модели неонатального повреждения легких , используемых в механистической исследовании бронхолегочной дисплазии, в том числе гипероксии индуцированных повреждения легких, искусственной вентиляции легких, а также моделей воспаления легких 3.
Protocol
Representative Results
Discussion
С помощью рентгеновских изображений, четкие изображения неонатальных легких могут быть проанализированы для легочных объемов жидкости. Мы 7,3,11, 10 и другие, успешно используют рентгеновских изображений для определения динамических изменений в объеме жидкости легких в своб…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
This work is supported by a grant awarded to MNH by Children’s Healthcare of Atlanta, the APS 2014 Short-Term Research Education Program to Increase Diversity in Health-Related Research (STRIDE) fellowship awarded to PT, and the University of Notre Dame Integrated Imaging Facility.
Materials
| Preclinical Imaging System (In- Vivo MS FX PRO) | Bruker; Billerica, MA | |
| Ketamine | Ketaset; Fort Dodge Animal Health, IA | 26637-411-01 |
| Xylazine | Lloyd Laboratories; Shenandoah, IA | 4821 |
| Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (with Calcium and Magnesium) | Lonza; Walkersville, MD | 17-513F |
| Sodium chloride | Amresco; Solon, OH | 241 |
| Potassuim chloride | Fisher Scientific; Fair Lawn, NJ | P217-3 |
| Calcium chloride | Sigma-Aldrich; St. Loius, MO | C5080 |
| HEPES | Sigma-Aldrich; St. Loius, MO | H3375 |
| 0.3 mL insulin syringe with 31Gx5/16" (8mm) needle | BD Insulin Syringe; Franklin Lakes, NJ | 328438 |
References
- Institute of Laboratory Animal Resources. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).
- Helms, M. N., Torres-Gonzalez, E., Goodson, P., Rojas, M. Direct tracheal instillation of solutes into mouse lung. J Vis Exp. , (2010).
- Hilgendorff, A., Reiss, I., Ehrhardt, H., Eickelberg, O., Alvira, C. M. Chronic lung disease in the preterm infant. Lessons learned from animal models. Am J Respir Cell Mol Biol. 50, 233-245 (2014).
- Goodson, P., et al. Nadph oxidase regulates alveolar epithelial sodium channel activity and lung fluid balance in vivo via O2- signaling. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, L410-L419 (2012).
- McNeilly, T. N., Tennant, P., Lujan, L., Perez, M., Harkiss, G. D. Differential infection efficiencies of peripheral lung and tracheal tissues in sheep infected with Visna/maedi virus via the respiratory tract. J Gen Virol. 88, 670-679 (2007).
- Starcher, B., Williams, I. A method for intratracheal instillation of endotoxin into the lungs of mice. Lab Anim. 23, 234-240 (1989).
- Downs, C. A., Kumar, A., Kreiner, L. H., Johnson, N. M., Helms, M. N. H2O2 regulates lung ENaC via ubiquitin-like protein Nedd8. J Biol Chem. 288, 8136-8145 (2013).
- Gammon, S. T., et al. Preclinical anatomical, molecular, and functional imaging of the lung with multiple modalities. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 306, L897-L914 (2014).
- Takemura, Y., et al. Cholinergic regulation of epithelial sodium channels in rat alveolar type 2 epithelial cells. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 304, L428-L437 (2013).
- Lewis, R. A., et al. Dynamic imaging of the lungs using x-ray phase contrast. Phys Med Biol. 50, 5031-5040 (2005).
- Nyren, S., Radell, P., Mure, M., Petersson, J., Jacobsson, H., Lindahl, S. G., Sanchez-Crespo, A. Inhalation anesthesia increases V/Q heterogeneity during spontaneous breathing in healthy subjects. Anesthesiology. 113 (6), 1370-1375 (2010).
