Summary

Nasal Wipes for influenza A-virus Detection og Isolering fra svin

Published: December 04, 2015
doi:

Summary

The authors present a protocol to collect swine nasal wipes to detect and isolate influenza A viruses.

Abstract

Overvågning for influenza A-vira hos svin er afgørende for menneskers og dyrs sundhed, fordi influenza A-virus hurtigt udvikler sig i svin befolkninger og nye stammer løbende at opstå. Svin er i stand til at blive inficeret med diverse afstamninger af influenza A-virus gør dem vigtige værter for fremkomsten og vedligeholdelse af ny influenza A virus stammer. Stikprøver svin i forskellige indstillinger som kommercielle svinebesætninger, landbrugs messer, og levende dyr markeder er vigtigt at give et samlet overblik over aktuelt cirkulerende IAV stammer. Den nuværende guld-standard ante mortem sampling teknik (dvs. samling af podninger nasale) er arbejdskrævende, fordi det kræver fysisk tilbageholdenhed af grisene. Nasal servietter indebærer gnide et stykke stof på tværs snuden af ​​gris med minimal eller ingen fastholdelse af dyret. Den nasale tørre procedure er enkel at udføre og ikke kræver personale med faglig veterinære eller håndtering dyr uddannelse. While lidt mindre følsomme end podninger nasale, virus afsløring og isolation satser er tilstrækkelige til at gøre nasal klude et rentabelt alternativ for prøveudtagning enkelte svin, når der kræves lav stress prøveudtagningsmetoder. Proceduren protokollen skitserer de nødvendige skridt for at indsamle en levedygtig nasal tørre fra en individuel gris.

Introduction

Influenza A-vira (IAV) forårsager respiratorisk sygdom i mange arter, herunder tamfugle, svin og mennesker. På grund reassortment af segmenterede IAV genomet hurtig viral evolution kan forekomme og nye IAV stammer ofte opstå. Svin er en art, der kan tjene som en blanding fartøj til resortering af IAVs fra flere værtsarter. 1 Der er i øjeblikket tre store undertyper af IAV almindeligt cirkulerer blandt nordamerikanske svin (H1N1, H1N2, H3N2), men flere IAV introduktioner fra mennesker har førte til omfattende IAV mangfoldighed inden for disse undertyper. 2 hurtige udvikling af IAVs inficerer svin har været tydeligt siden 1998, hvor en tredobbelt reassortant IAV indeholder gen segmenter fra menneske, fjerkræ og svin virus 3 blev udbredt blandt svin i USA. 4. Den interne gen segmenter fra den tredobbelte reassortant IAV fortsat meget udbredt blandt IAVs øjeblikket inficere svin. 5

"> Worldwide, IAV er en væsentlig årsag til luftvejssygdomme hos svin, hvor typiske kliniske tegn omfatter feber, anoreksi, sløvhed, hoste, anstrengt vejrtrækning, nysen, næseflåd og dårlig vægtøgning. IAV kan være særligt dyrt at så gårde, hvor reproduktive fejl på grund af IAV induceret feber og svage-fødte grise er blevet dokumenteret. 6,7 Inden for USA, er IAV almindeligvis registreres i kommercielle svinebesætninger og omfattende antigener og genomer diversitet og løbende udvikling blandt IAV inficere svin har hæmmet kontrol af denne virus. 8-11

Folkesundheden bekymringer om fremkomsten af ​​en pandemi IAV stamme som følge af resortering i svin blev realiseret i 2009, hvor et svin-slægt IAV indeholder gen-segmenter fra triple-reassortant nordamerikanske svin afstamning og den eurasiske aviær-lignende svin afstamning forårsagede en verdensomspændende pandemi hos mennesker. 12 pandemisk virus (A (H1N1) pdm09) har sidenreassorted med endemisk svin IAV stammer 13,14, og nogle af disse nyligt reassorted stammer er blevet overført tilbage til mennesker. 15. Hyppigheden af resortering begivenheder og fremkomsten af nye IAV stammer med pandemisk potentiale gør aktiv overvågning af cirkulerende IAV virus i svin bydende nødvendigt, især på svin-menneskelige grænseflade.

Svinene-menneskelige grænseflade er vigtig for tovejs interspecies overførsel af IAV. Menneske-til-svin transmission forekommer i kommerciel svin produktion er ansvarlig for en stor mængde af IAV mangfoldighed i øjeblikket til stede i svin befolkning. Landbrugsmesser er de største indstillinger for comingling af mennesker og svin i USA og er kendt steder til zoonotiske transmission af IAV. 15-21 i 2012 under udbruddet af en variant H3N2 IAV, 93% af tilfældene rapporteret deltagelse i en landbrugsmesse i dagene forud for indtræden af sygdom. 15. Genomisk analyseaf virale isolater fra udstilling grise sammenlignet med humane isolater bekræftet zoonotisk transmission. 21 Udstilling svin inficeret med IAV ofte ikke viser kliniske tegn på sygdom, 21-23 indikerer behovet for direkte diagnostiske tests.

Prøvetagning af synligt syge grise alene vil ikke held identificere IAV prævalens hos svin og ikke kan påberåbes for at identificere nye stammer af IAV nye blandt svin. Aktiv overvågning er absolut nødvendig for påvisning af nye stammer af IAV i svin og vurdere deres trussel for både svin og folkesundheden. De fleste IAV overvågningsaktiviteter er frivillige, og derfor er der behov for minimalt forstyrrende metoder. De tre store ante mortem procedurer for IAV inficere svin prøve kollektion er: podninger nasale, orale væsker og nasale klude. Aktuelle anbefalinger til prøveudtagning enkelte svin at opdage IAV liste indsættelse af syntetiske fibre tippes svaberprøver i næseborene som den foretrukne metodeat samle nasal sekreter og epitelceller. 24,25 Fordi svin kan forsøge at undgå denne procedure, et team af uddannet personale skal begrænse svin enten manuelt eller med en Snare, afhængigt af størrelsen af dyret. 26 tilbageholdenhed proces er besværlig for personale, og stressende for svinene. Derudover er udstillingen svin ofte involveret i flere konkurrencer på en messe, så opfattelsen af ​​tilsat stress på en konkurrence dyr kan gøre ejere resistente over for den indsats overvågning.

Med sandsynligheder for IAV detektion i området fra 80-100% i IAV inficerede besætninger, har mundvæsker blevet et populært alternativ til nasale podninger for molekylær påvisning af IAV i populationer af svin. 27,28 Derudover kan mundvæsker tilvejebringe et bredere vindue IAV detektion end podninger nasale følgende indledende infektion. Imidlertid har IAV isolation fra orale væsker været problematisk med kun 50% af virus isolation forsøg resulterer i IAV opsving. 29

Brug nasale klude i stedet for podninger nasale løbet IAV overvågning i svin overvinder begrænsningerne beskrevet ovenfor. Nasal klude ikke kræver brug af en fastholdende snare og kan udføres uden at stresse dyrene eller vidner proceduren. Minimal teknisk uddannelse er nødvendig for at indsamle nasale klude, som tillader ikke-veterinære fagfolk, herunder svin ejere, til at indsamle overvågning prøver. Nasale klude var tidligere i forhold til podninger nasale til påvisning og isolering af influenza A-virus 30 og den detaljerede protokol for denne ikke-invasiv prøveudtagningsmetode er beskrevet nedenfor.

Protocol

Alle svin, der anvendes i indsamlingen af ​​de følgende data blev beskyttet i henhold til Ohio State University Institutional Animal Care og brug Udvalg (animalsk brug protokol nummer 2009A0134-R1). 1. Fremstilling af Viral Transport Medium og prøveindsamling Hætteglas Tilføj 37 g Brain Heart Infusion til 900 ml renset vand og blandes grundigt med en omrører og magnetisk omrører under opvarmning til 70 ° C helt at opløse pulveret. Autoklaver bouillonen ved 12…

Representative Results

Vellykket anvendelse af denne metode giver rRT-PCR resultater, ledsaget med anvendelse af en intern kontrol i RNA-ekstraktion og PCR-rRT, viste prøverne ikke indeholder PCR-hæmmere fra enhver miljømæssig snavs plukket under prøveudtagning. Efter prøve podning, bør virusisolering brønde være fri for synlige miljømæssige snavs fra prøven. Der er rimelig enighed mellem rRT-PCR resultater og virus isolation resultater med den forståelse, at PCR ofte giver en højere IAV positiv end virusisolering fordi PCR regi…

Discussion

Indsamling af prøver fra svin ved hjælp af polyester-tippes nasale podninger har vist sig nyttig i at gennemføre IAV overvågning; Men brugen af ​​næsepodning procedure hindrer overvågning indsats på grund af den krævede brug af en snare til tilbageholdenhed. Nasal servietter repræsenterer en videreudvikling af de nuværende prøveudtagning svin teknikker til at mindske stress på mennesker og svin under prøveindsamling. Mens metoden er blevet udviklet til og valideret i indstillingerne udstilling svin, kan…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work has been funded in part with federal funds from the Centers of Excellence for Influenza Research and Surveillance (CEIRS), National Institute of Allergy and Infectious Diseases, National Institutes of Health, Department of Health and Human Services, under Contract No. HHSN272201400006C.

Materials

BBL Brain Heart Infusion Becton, Dickinson and Company 211059
Penicillin G Sodium Salt MP Biomedicals, LLC 021194537 1500 u/mg
Streptomycin Sulfate AMRESCO LLC 0382
Gentamicin Solution Mediatech, Inc. 30-005-CR 50 mg/ml
Amphotericin B Solution Fisher S 24 25 250 ug/ml
Kanamycin Sulfate Teknova K2105 5000 ug/ml
TPP Rapid Filtermax System TPP Techno Plastic Products AG  99150
Nalgen Diagnostic Bottles Thermo Scientific 342002-9025 HDPE with white PP closure
Dermacea Gauze Sponge, 8 ply Covidien 441211 5.08 cm × 5.08 cm (2 in. × 2 in) 
Nitrile Exam Gloves Saftey Choice 19-170-010 (A-D)

References

  1. Ma, W., Kahn, R. E., Richt, J. A. The pig as a mixing vessel for influenza viruses: Human and veterinary implications. J. Mol. Genet. Med. 3 (1), 158-166 (2008).
  2. Nelson, M. I., Vincent, A. L. Reverse zoonosis of influenza to swine: new perspectives on the human-animal interface. Trends Microbiol. 23, (2015).
  3. Zhou, N. N., et al. Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs. J. Virol. 73 (10), 8851-8856 (1999).
  4. Webby, R. J., et al. Evolution of swine H3N2 influenza viruses in the United States. J. Virol. 74 (18), 8243-8251 (2000).
  5. Vincent, A., et al. Review of influenza A virus in swine worldwide: a call for increased surveillance and research. Zoonoses Public Health. 61 (1), 4-17 (2014).
  6. Karasin, A. I., Olsen, C. W., Anderson, G. A. Genetic characterization of an H1N2 influenza virus isolated from a pig in Indiana. J. Clin. Microbiol. 38 (6), 2453-2456 (2000).
  7. Zhou, N. N., et al. Emergence of H3N2 reassortant influenza A viruses in North American pigs. Vet. Microbiol. 74 (1-2), 47-58 (2000).
  8. Corzo, C. A., et al. Active Surveillance for Influenza A Virus among Swine, Midwestern United States, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 19 (6), 954-960 (2013).
  9. Lorusso, A., et al. Genetic and antigenic characterization of H1 influenza viruses from United States swine from 2008. J. Gen. Virol. 92 (Pt 4), 919-930 (2011).
  10. Loving, C. L., et al. Efficacy in pigs of inactivated and live attenuated influenza virus vaccines against infection and transmission of an emerging H3N2 similar to the 2011-2012 H3N2v. J. Virol. 87 (17), 9895-9903 (2013).
  11. Vincent, A. L., et al. Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs. Vaccine. 28 (15), 2782-2787 (2010).
  12. Smith, G. J., et al. Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic. Nature. 459 (7250), 1122-1125 (2009).
  13. Vijaykrishna, D., et al. Reassortment of Pandemic H1N1/2009 Influenza A Virus in Swine. Science. 328 (5985), 1529 (2010).
  14. Ducatez, M. F., et al. Multiple Reassortment between Pandemic (H1N1) 2009 and Endemic Influenza Viruses in Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 17 (9), 1624-1629 (2011).
  15. Jhung, M. A., et al. Outbreak of variant influenza A(H3N2) virus in the United States. Clin. Infect. Dis. 57 (12), 1703-1712 (2013).
  16. Vincent, A. L., et al. Characterization of an influenza A virus isolated from pigs during an outbreak of respiratory disease in swine and people during a county fair in the United States. Vet. Microbiol. 137 (1-2), 51-59 (2009).
  17. Killian, M. L., et al. Simultaneous Infection of Pigs and People with Triple-Reassortant Swine Influenza Virus H1N1 at a U.S. County Fair. Zoonoses Public Health. 60 (3), 196-201 (2013).
  18. Wong, K. K., et al. Outbreak of influenza A (H3N2) variant virus infection among attendees of an agricultural fair, Pennsylvania, USA, 2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1937-1944 (2011).
  19. Bowman, A. S., et al. Molecular evidence for interspecies transmission of H3N2pM/H3N2v influenza A viruses at an Ohio agricultural fair, July 2012. Emerg. Microbes. Infect. 1 (10), e33 (2012).
  20. Wells, D. L., et al. Swine influenza virus infections. Transmission from ill pigs to humans at a Wisconsin agricultural fair and subsequent probable person-to-person transmission. JAMA. 265 (4), 478-481 (1991).
  21. Bowman, A. S., et al. Swine-to-human transmission of influenza A(H3N2) virus at agricultural fairs, Ohio, USA, 2012. Emerg. Infect. Dis. 20 (9), 1472-1480 (2012).
  22. Bowman, A. S., Nolting, J. M., Nelson, S. W., Slemons, R. D. Subclinical influenza virus A infections in pigs exhibited at agricultural fairs, Ohio, USA, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1945-1950 (2012).
  23. Gray, G. C., et al. Influenza A(H1N1)pdm09 Virus among Healthy Show Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 18 (9), 1519-1521 (2012).
  24. Van Reeth, K., Brown, I. H., Olsen, C. W., Zimmerman, J. J. Ch. 40, Influenza virus. Diseases of Swine. , 557-571 (2012).
  25. Culhane, M. R., Detmer, S. E., Spackman, E. Ch. 21, Sample types, collection, and transport for influenza A viruses of swine. Methods in Molecular Biology. Animal Influenza Virus, 259-263 (2014).
  26. Sheldon, C. C., Sonsthagen, T., Topel, J. A. . Animal Restraint for Veterinary Professionals. , (2006).
  27. Detmer, S. E., Patnayak, D. P., Jiang, Y., Gramer, M. R., Goyal, S. M. Detection of Influenza A virus in porcine oral fluid samples. J. Vet. Diagn. Invest. 23 (2), 241-247 (2011).
  28. Goodell, C. K., et al. Probability of detecting influenza A virus subtypes H1N1 and H3N2 in individual pig nasal swabs and pen-based oral fluid specimens over time. Vet. Microbiol. 166 (3-4), 3-4 (2013).
  29. Romagosa, A., Gramer, M., Joo, H. S., Torremorell, M. Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs. Influenza Other Respir. Viruses. 6 (2), 110-118 (2012).
  30. Edwards, J. L., et al. Utility of snout wipe samples for influenza A virus surveillance in exhibition swine populations. Influenza Other Respir. Viruses. 8 (5), 574-579 (2014).
  31. Zhang, J., Harmon, K. M., Spackman, E. Ch. 23, RNA extraction from swine samples and detection of influenza A virus in swine by real-time RT-PCR. Animal Influenza Virus. , 277-293 (2014).
  32. Zhang, J., Gauger, P. C., Spackman, E. Ch. 22, Isolation of swine influenza virus in cell cultures and embryonated chicken eggs. Animal Influenza Virus. , 265-276 (2014).
  33. Bowman, A. S., et al. The Inability to Screen Exhibition Swine for Influenza A Virus Using Body Temperature. Zoonoses Public Health. , (2015).
  34. Prickett, J. R., Kim, W., Simer, R., Yoon, K. J., Zimmerman, J. Oral-fluid samples for surveillance of commercial growing pigs for porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 infections. J. Swine Health Prod. 16 (2), 86-91 (2008).
  35. Prickett, J., et al. Detection of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in porcine oral fluid samples: a longitudinal study under experimental conditions. J. Vet. Diagn. Invest. 20 (2), 156-163 (2008).
  36. Pepin, B., Liu, F. F., Main, R., Ramirez, A., Zimmerman, J. Collection of oral fluid from individually housed sows. J. Swine Health Prod. 23 (1), 35-37 (2015).
check_url/kr/53313?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Nolting, J. M., Szablewski, C. M., Edwards, J. L., Nelson, S. W., Bowman, A. S. Nasal Wipes for Influenza A Virus Detection and Isolation from Swine. J. Vis. Exp. (106), e53313, doi:10.3791/53313 (2015).

View Video