Summary

Medição do volume Pressão Loops no mouse

Published: May 02, 2016
doi:

Summary

Este manuscrito descreve um protocolo detalhado para a recolha de dados de pressão-volume do mouse.

Abstract

Compreender as causas e progressão da doença cardíaca apresenta um desafio significativo para a comunidade biomédica. A flexibilidade genética do mouse oferece um grande potencial para explorar a função cardíaca no nível molecular. O tamanho reduzido do rato apresenta alguns desafios no que diz respeito à realização de fenotipagem cardíaco detalhado. Miniaturização e outros avanços na tecnologia fizeram muitos métodos de avaliação cardíaca possível no mouse. Destes, a coleta simultânea de dados de pressão e volume fornece uma imagem detalhada da função cardíaca que não está disponível através de qualquer outra modalidade. Aqui, um procedimento detalhado para a recolha de dados de loop pressão-volume é descrito. Incluído é uma discussão sobre os princípios subjacentes às medições e as potenciais fontes de erro. manejo anestésico e abordagens cirúrgicas são discutidos em grande detalhe como ambos são cruciais para a obtenção de medida hemodinâmica de alta qualidades. Os princípios do desenvolvimento protocolo de hemodinâmica e aspectos relevantes da análise dos dados também são abordados.

Introduction

A doença cardiovascular continua a ser uma causa significativa de morbilidade e mortalidade em todo o mundo 1. Doenças do coração apresentar desafios particularmente difíceis no desenvolvimento de novas terapias. Os avanços no campo da genética para proporcionar a possibilidade de identificar uma grande variedade de potenciais contribuintes genética para o desenvolvimento de doença cardíaca. A natureza integradora do sistema cardiovascular exige que esses alvos genéticos ser validados em modelos animais intactos. Os custos de flexibilidade e baixa habitação genéticas do rato tê-lo trazido para o primeiro plano para a avaliação do papel fisiológico de um determinado gene. O pequeno tamanho do mouse apresenta alguns desafios únicos para a avaliação da função cardíaca. Existem várias modalidades que podem fornecer informações sobre a função cardíaca, mas apenas a medição simultânea da pressão ventricular e o volume permite pressão-volume (PV) análise do lacete da função ventricular. PV laços tudoOW função cardíaca a ser analisada independente da sua conexão com a vasculatura; um factor importante na determinação do papel funcional de um elemento genético particular.

A avaliação de loops de pressão-volume tem sido utilizada tanto experimentalmente e clinicamente por muitos anos e extensa literatura existe sobre a análise desses conjuntos de dados 2,3. A adaptação da tecnologia de ciclo PV para o rato tem sido um importante avanço para a compreensão da fisiologia cardíaca murino 4-6. Cateter de tecnologias baseadas na ansa PV acoplar um transdutor de pressão e a utilização de condutância para estimar o volume do ventrículo. O volume ventricular é determinado por análise de alterações em um campo eléctrico gerado pelo cateter. Este método modelos do ventrículo como um cilindro, cuja altura é definida pela distância entre os eléctrodos no cateter e o raio é calculado a partir da condução de um campo eléctrico através do sangue emventrículo 7-9. O sinal de condutância medida pelo cateter tem duas componentes. A primeira é a condução através do sangue; esta varia com o volume do ventrículo e constitui o sinal primário usado para determinar o volume do ventrículo. O segundo componente resultante da condução através e ao longo da parede do ventrículo. Isto é chamado de condutância paralela e deve ser removido, a fim de determinar o volume do ventrículo absoluto. Há dois sistemas disponíveis comercialmente para a recolha de dados de pressão-volume no laboratório de pesquisa e o método utilizado para calcular e remover a condutância paralela é a principal diferença entre eles 6,10,11. cateteres condutância exigem a injecção de uma solução salina hipertónica para o cálculo da condutância paralelo. Esta injecção transitoriamente muda a condutividade do sangue no ventrículo, enquanto que a condutividade da parede mantém-se constante. A partir destes dados, é possível determinar acomponente do sinal de condutância que se origina a partir do sangue e o que vem a partir da parede do ventrículo. Esta abordagem assume que a condutância paralelo não varia durante o ciclo cardíaco. O método baseia-se na admissão mudanças de fase no campo eléctrico para avaliar a contribuição da parede ventricular para o sinal total de volume. Este método baseia-se uma variedade de constantes predeterminadas para a condutividade do sangue e do miocárdio para determinar o volume final, mas torna medidas contínuas de condutância paralela durante o ciclo cardíaco. Ambos estes sistemas fornecem boas estimativas do volume ventricular esquerdo e as diferenças entre eles não são susceptíveis de ser f isiologicamente significativa. O modelo cilíndrico do ventrículo e outras premissas tornar estas abordagens baseadas em cateter não tão precisos quanto outras modalidades, mas esses dados são fornecidos numa base de batimento a batimento que é essencial para a avaliação das medidas independentes de carga da função cardíaca.

O procedimento aqui descrito é utilizado no meu laboratório e apresentou dados de um grande número de estudos que examinam os mecanismos patofisiológicos básicos de distrófica cardiomiopatia 12-18. O procedimento descrito abaixo é um dos dois que pode ser usado para obter dados de espira PV. Embora muitos dos princípios são aplicáveis ​​para qualquer abordagem, este protocolo vai se concentrar em uma abordagem apical de tórax aberto; um protocolo de tórax fechado foi detalhado em outros lugares 19,20. Enquanto o processo será descrito em pormenor, os princípios gerais são importantes para expor o coração com danos mínimos para quer o coração ou os pulmões. Durante todo o protocolo é importante lembrar que este é um procedimento não-sobrevivência e que tendo uma boa exposição do coração é criticamente importante para a colocação correcta do cateter.

Protocol

Antes de realizar qualquer um dos procedimentos descritos neste protocolo, obter a aprovação pelo comité de cuidados com os animais e uso institucional local. 1. Configurando o Rig Experimental Nota: O procedimento é realizado em animais anestesiados e a qualidade dos dados é proporcional à qualidade do suporte oferecido anestésico para o animal. Este primeiro detalhe secção vontade o equipamento e os procedimentos necessários para fornec…

Representative Results

Por convenção, o volume é representada graficamente no eixo X e a pressão sobre o eixo dos Y como na Figura 1. As malhas de pressão-volume decorrentes traçando pressão contra o volume deve assemelhar a um rectângulo, os bordos verticais que representam as alterações isovolumétrica de pressão (isto é, quando ambos valvas mitral e aórtica estão fechados). A horizontal inferior representa enchimento ventricular através da válvula mitral e a parte h…

Discussion

Existem três passos críticos neste processo: 1) a colocação do tubo endotraqueal e ventilação adequado, 2) a colocação do cateter IV jugular, e 3) a colocação correcta do cateter PV no ventrículo esquerdo. Determinação da taxa respiratória apropriada é uma parte importante do fornecimento de suporte ventilatório. ratinhos conscientes geralmente manter a ventilação alveolar com respirações superficiais rápidas. Em geral, os ratinhos ventilados terá volumes correntes muito maiores. Assim, é necessá…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

O autor gostaria de reconhecer financiamento do NHLBI (K08 HL102066 e R01 HL114832).

Materials

Dumont 5/45 (2) Fine Science Tools 11251-33
Vessel Dilating Forceps Fine Science Tools 18153-11
Castroviejo Micro Dissecting Spring Scissor Roboz Instruments RS-5668
Octogon Forceps – Serrated/Curved Fine Science Tools 11041-08
Octogon Forceps – Serrated/Straight Fine Science Tools 11040-08
Dissector Scissors- Heavy Blade Fine Science Tools 14082-09
Transpore Surgical Tape 3M 1527-1
3-0 Silk Suture Fine Science Tools 18020-30
TOPO Ventilator Kent Scientific TOPO
Martin ME 102 Electrosurgical Unit Harvard Apparatus PY2 72-2484
Syringe Pump Lucca Technologies GenieTouch
Stereomicroscope with boom stand Nikon SMZ-800N
Thermocouple Thermometer Cole Parmer EW-91100-40
T/Pump Warm Water Recirculator Kent Scientific TP-700
ADVantage Pressure-Volume System Transonic ADV500
Data Acquision and Analysis DSI Ponemah ACQ-16

References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics–2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131 (4), e29-e322 (2015).
  2. Katz, A. M. Influence of altered inotropy and lusitropy on ventricular pressure-volume loops. J Am Coll Cardiol. 11 (2), 438-445 (1988).
  3. Kass, D. A., Maughan, W. L. From "Emax" to pressure-volume relations: a broader view. Circulation. 77 (6), 1203-1212 (1988).
  4. Georgakopoulos, D., et al. In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (4 Pt 2), H1416-H1422 (1998).
  5. Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
  6. Feldman, M. D., et al. Validation of a mouse conductance system to determine LV volume: comparison to echocardiography and crystals. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (4), H1698-H1707 (2000).
  7. Baan, J., et al. Continuous measurement of left ventricular volume in animals and humans by conductance catheter. Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).
  8. Salo, R. W., Wallner, T. G., Pederson, B. D. Measurement of ventricular volume by intracardiac impedance: theoretical and empirical approaches. IEEE Trans Biomed Eng. 33 (2), 189-195 (1986).
  9. Wei, C. L., et al. Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole. IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).
  10. Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Exp Physiol. 98 (6), 1092-1101 (2013).
  11. Kottam, A., Dubois, J., McElligott, A., Henderson, K. K. Novel approach to admittance to volume conversion for ventricular volume measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2514-2517 (2011).
  12. Meyers, T. A., Townsend, D. Early right ventricular fibrosis and reduction in biventricular cardiac reserve in the dystrophin-deficient mdx heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308 (4), H303-H315 (2015).
  13. Townsend, D., Yasuda, S., Li, S., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Emergent dilated cardiomyopathy caused by targeted repair of dystrophic skeletal muscle. Mol Ther. 16 (5), 832-835 (2008).
  14. Townsend, D., et al. Systemic administration of micro-dystrophin restores cardiac geometry and prevents dobutamine-induced cardiac pump failure. Mol Ther. 15 (6), 1086-1092 (2007).
  15. Strakova, J., et al. Dystrobrevin increases dystrophin’s binding to the dystrophin-glycoprotein complex and provides protection during cardiac stress. J Mol Cell Cardiol. 76, 106-115 (2014).
  16. Yasuda, S., et al. Dystrophic heart failure blocked by membrane sealant poloxamer. Nature. 436 (7053), 1025-1029 (2005).
  17. Townsend, D., Daly, M., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Age-dependent dystrophin loss and genetic reconstitution establish a molecular link between dystrophin and heart performance during aging. Mol Ther. 19 (10), 1821-1825 (2011).
  18. Townsend, D., Yasuda, S., McNally, E., Metzger, J. M. Distinct pathophysiological mechanisms of cardiomyopathy in hearts lacking dystrophin or the sarcoglycan complex. FASEB J. 25 (9), 3106-3114 (2011).
  19. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  20. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect. J Vis Exp. (100), e52618-e52618 (2015).
  21. Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiol Genomics. 42A (2), 103-113 (2010).
  22. Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283 (5), H1829-H1837 (2002).
  23. Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
  24. Palpant, N. J., Day, S. M., Herron, T. J., Converso, K. L., Metzger, J. M. Single histidine-substituted cardiac troponin I confers protection from age-related systolic and diastolic dysfunction. Cardiovasc Res. 80 (2), 209-218 (2008).
  25. Palpant, N. J., D’Alecy, L. G., Metzger, J. M. Single histidine button in cardiac troponin I sustains heart performance in response to severe hypercapnic respiratory acidosis in vivo. FASEB J. 23 (5), 1529-1540 (2009).
  26. Palpant, N. J., et al. Cardiac disease in mucopolysaccharidosis type I attributed to catecholaminergic and hemodynamic deficiencies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 300 (1), H356-H365 (2011).
  27. Townsend, D. Diastolic dysfunction precedes hypoxia-induced mortality in dystrophic mice. Physiol Rep. 3 (8), e12513 (2015).
  28. Schmähl, D., Port, R., Wahrendorf, J. A dose-response study on urethane carcinogenesis in rats and mice. Int J Cancer. 19 (1), 77-80 (1977).
  29. Freeman, G. L., Little, W. C., O’Rourke, R. A. The effect of vasoactive agents on the left ventricular end-systolic pressure-volume relation in closed-chest dogs. Circulation. 74 (5), 1107-1113 (1986).
  30. Reyes, M., et al. Enhancement of contractility with sustained afterload in the intact murine heart: blunting of length-dependent activation. Circulation. 107 (23), 2962-2968 (2003).
  31. Segers, P., et al. Conductance catheter-based assessment of arterial input impedance, arterial function, and ventricular-vascular interaction in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1157-H1164 (2005).
  32. Townsend, D., et al. Chronic administration of membrane sealant prevents severe cardiac injury and ventricular dilatation in dystrophic dogs. J Clin Invest. 120 (4), 1140-1150 (2010).
  33. Sato, T., Shishido, T., et al. ESPVR of in situ rat left ventricle shows contractility-dependent curvilinearity. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (5 Pt 2), H1429-H1434 (1998).
  34. Sunagawa, K., et al. Effects of coronary arterial pressure on left ventricular end-systolic pressure-volume relation of isolated canine heart. Circ Res. 50 (5), 727-734 (1982).
  35. Cingolani, H. E., Pérez, N. G., Cingolani, O. H., Ennis, I. L. The Anrep effect: 100 years later. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304 (2), H175-H182 (2013).
  36. Baan, J., van der Velde, E. T. Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs. Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).
  37. Rankin, J. S., Olsen, C. O., et al. The effects of airway pressure on cardiac function in intact dogs. Circulation. 66 (1), 108-120 (1982).

Play Video

Cite This Article
Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. J. Vis. Exp. (111), e53810, doi:10.3791/53810 (2016).

View Video