The abdominal dorsal vessel of the honey bee and other insects serves as the functional equivalent of the mammalian heart and plays an important role in nutrient transport, waste removal, immune function, and more. Here we describe a protocol for the visualization and pharmacological manipulation of bee heart rate.
The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination services, as well as an important model social insect used to study memory and learning, aging, and more. Here we describe a detailed protocol for the dissection of the dorsal abdominal wall of a bee in order to visualize its dorsal vessel, which serves the role of the heart in the insect. A successful dissection will expose a functional heart that, under the proper conditions, can maintain a steady heartbeat for an extended period of time. This allows the investigator to manipulate heart rate through the application of cardiomodulatory compounds to the dorsal vessel. By using either a digital microscope or a microscope equipped with a digital camera, the investigator can make video recordings of the dorsal vessel before and after treatment with test compounds. The videos can then be scored at a time convenient to the user in order to determine changes in heart rate, as well as changes in the pattern of heartbeats, following treatment. The advantages of this protocol are that it is relatively inexpensive to set up, easy to learn, requires little space or equipment, and takes very little time to conduct.
この方法論の全体的な目標は、研究者が迅速かつ容易に観察し、薬理学的薬剤は、ミツバチの心拍数に与える影響を定量化できるようにすることです。ミツバチは、他の昆虫のように、血体腔として知られている体腔、全体を通して、血リンパ、血液の昆虫同等のものを広めるオープン循環系を持っています。血リンパの循環が栄養素、免疫因子、老廃物、ならびに神経ホルモンおよび他のシグナル伝達分子1の輸送のために不可欠です。循環は昆虫の背側正中線だけでなく、アクセサリー拍動器官に沿って延びている背の容器、によって促進されます。背容器は腹部と胸部と頭の中で大動脈に心を指定、機能的に異なる2つのセクションに分かれています。胸部や頭部に向かって心臓ポンプ血リンパ中の伝播収縮は、付属拍動器官は、四肢への血リンパの流れを確保しながら。
<pクラス= "jove_content">昆虫心臓機能、サイズ、生理学、または昆虫のライフステージに応じて、様々な方法を使用して観察することができます。幼虫以下昆虫に心拍数を観察するための一般的な方法は、生体内イメージング2の使用です。それは、腹壁を通して背容器を明確に表示することは困難であるため、この方法は、しかしながら、成人ミツバチにおいてあまり有用です。ミツバチなどの昆虫、様々な心拍数を記録するための確立されたアプローチは、サーミスタは、心臓拍動3,4を検出するために、昆虫の外側に適用される利用接触サーモグラフィの使用です。成体ミツバチにおける心拍数は、電気インピーダンス信号4,5を測定するために電気技術を使用して記録されています。この技法は、心臓への次の動物に電極を挿入し、心拍4を記録するためのインピーダンス変換器の使用を必要とします。同様に、心電図はdetecするために使用されています心臓によって生成され、心臓の活動6の変化を観察するために蜂のビデオ録画と組み合わせた電気信号をtは。これらのアプローチの明確な利点は、心拍数ではなく、対象における生理学的応答の全範囲の可用性を保証するのに役立つ解剖標本、よりも、そのまま、生きている蜂で評価されていることです。これらのアプローチの課題は、被写体、心拍数を変化させるだけでなく、薬理学的薬剤をテストするときに、適切な配信方法を決定するかもしれない外部の変数と刺激を制限する必要の固定化や麻酔のための会計が含まれています。ハチ心臓活動を研究するために使用されている別のアプローチは、部分的に、力変位変換器7を使用して、背部の血管収縮を測定し、その後、心臓を露出させるために、昆虫を分析することです。このプロトコルでは、心臓は継続的に生理食塩水やテストの共同の実行に浴びますmpoundsは、対象7への適用のために、この溶液中に溶解することができます。この方法及びそれらを前述の有意差は、腹側神経索は、中枢神経系は、心拍数5の調節に再生するために示されている役割を排除する、除去することです。結果は通常、非常に不安定なあるベースラインハートビートは、典型的には、生きている昆虫5,7で観察されるよりもはるかに低い周波数と振幅で安定するということです。どのようなこれらの方法の全てに共通しているの彼らが行われるために、ある程度の専門知識に加えて、高度に専門化し、しばしば高価な機器を必要とするということです。おそらく、最大の欠点は、これらのアプローチのいずれも、そのような潜在的にcardiomodulatory化合物のライブラリーをスクリーニングするように被験者の数が多い、試験伴う実験に特に適していないことです。
ここで説明されたアプローチの最大の強みそのシンプルさです。プロトコルは習得が比較的容易であり、セットアップは少しスペースを必要とし、最小限の金融入力が必要です。方法はいくつかの蜂、いくつかの手術器具、等張液、およびデジタル顕微鏡やデジタルカメラとの伝統的な顕微鏡のいずれかより少しが必要です。ハチは、背側血管を可視化するために解剖され、デジタルビデオは薬剤による治療前後の心拍数を記録するために使用されます。録画は、心拍数の変化を観察するために実際に必要ではないが、それは非常にスループットを増加させる( すなわち 、一定時間内に処理可能な被験者の数)。研究者は一度にビデオの多数を記録し、後で都合のよいときにこれらのビデオを採点することによって、効率を最大限に高めることができます。このアプローチのもう一つの利点は、ビデオは調査員が採点処理が中断されるべきで、最初からやり直す、とvのためのそれを容易にすることを可能にするということですiewerバイアスを減少させるために治療を知らされます。
The protocol presented here provides a simple and effective approach to testing pharmacological compounds for their effects on honey bee heart rate. As observed in prior experiments that either transect the ventral nerve cord of a living insect5 or dissect out the ventral nerve cord when exposing the dorsal vessel7, the loss of central nervous system regulation results in a stable, low frequency heartbeat. The low frequency of beats allows the investigator to visually assess heart rate without havin…
The authors have nothing to disclose.
The authors thank Drs. Jeffrey Bloomquist and Daniel Swale for their technical comments and suggestions. This project was partially funded by the Department of Entomology and the College of Agriculture and Life Sciences at Virginia Tech.
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