مقايسة تثبيط (مرحبا) هيماجلوتينيشن أمثل لقياس الأجسام المضادة الخاصة بالإنفلونزا التتر
Summary
البروتوكولات المقدمة تصف كيفية القيام مقايسة تثبيط hemagglutination كمياً التتر الأجسام المضادة الخاصة بالإنفلونزا من عينات المصل من المستلمين لقاح الإنفلونزا. الفحص الأول يحدد التركيزات المثلى مستضد الفيروسية بواسطة hemagglutination. الفحص الثاني يوضحها التتر الأجسام المضادة الخاصة بالإنفلونزا بتثبيط هيماجلوتينيشن.
Abstract
ويشيع استخدام جسم التتر كعلامات بديلة لحماية مصلية ضد الإنفلونزا ومسببات الأمراض الأخرى. معرفة تفصيلية بجسم إنتاج ما قبل وما بعد التطعيم مطلوب لفهم الحصانة التي يسببها اللقاح. توضح هذه المقالة بروتوكول نقطة بنقطة يمكن الاعتماد عليها لتحديد الأجسام المضادة الخاصة بالإنفلونزا التتر. البروتوكول الأول وصف أسلوب لتحديد مستضد المبالغ اللازمة هيماجلوتينيشن، التي توحد التركيزات للاستخدام اللاحق في البروتوكول الثاني (مقايسة hemagglutination، مقايسة هكتار). البروتوكول الثاني يصف التحديد الكمي للأجسام المضادة الخاصة بالإنفلونزا التتر ضد سلالات فيروسية مختلفة باستخدام مسلسل إضعاف البشرية المصل أو خلية ثقافة سوبيرناتانتس (هيماجلوتينيشن بتثبيط الإنزيم، مرحبا بالانزيم).
على سبيل مثال التطبيقي، نعرض استجابة الأجسام المضادة لمجموعة صحية، الذي تلقي لقاح إنفلونزا المعطل تمكنت. بالإضافة إلى ذلك، يتم عرض ه بين فيروسات الإنفلونزا المختلفة ويتم شرح طرق لتقليل ه باستخدام أنواع مختلفة من الحيوانات من خلايا الدم الحمراء (كرات الدم الحمراء). ويسلط الضوء على المناقشة مزايا وعيوب من فحوصات المقدمة وكيفية تصميم التتر الخاصة بالإنفلونزا جسم يمكن تحسين الفهم للحصانة المتصلة باللقاحات.
Introduction
الإصابة بفيروس الإنفلونزا يرتبط بقدر كبير من الاعتلال والوفاة، وارتفاع تكاليف الرعاية الصحية1،2،،من34. على وجه الخصوص، كبار السن والأطفال حديثي الولادة والنساء الحوامل والمرضى الذين يعانون من الأمراض المزمنة في خطر للنتائج السريرية أكثر شدة. ولذلك، التطعيم ضد تعميم سلالات فيروس الإنفلونزا هو التدبير الرئيسي لتقليل عبء المرض في هذه المجموعات السكانية المعرضة للخطر. زيادة الاستجابة المناعية الفردية بعد التطعيم، مثلاً، والأجسام المضادة الخاصة بالإنفلونزا عتبة واقية، يقلل من خطر الفردية من العدوى، وبشكل عام احتمال انتقال العدوى الفيروسية ضمن عدد سكان 5. فهم مفصل استجابة مناعية خلطيه الناجمة عن اللقاحات في مختلف قطاعات السكان، وعبر مختلف الفئات العمرية عنصر أساسي للإجابة على أسئلة سريرية هامة6،،من78 , 9، مثل: لماذا يكون بعض المرضى المسنين العدوى رغم التلقيح السابق؟ ما هو “جيد” و “كافية” الناجمة عن اللقاحات حماية؟ كم مرة ينبغي تطبيق لقاح مريض إيمونوسوبريسيد للوصول إلى الحماية التتر؟ ما هي الجرعة الأكثر فعالية؟ ما هو أثر رواية adjuvant في جسم التطعيم بعد انتهاء التتر؟ قياس إنتاج الأجسام المضادة الخاصة باللقاحات قد تساعد على الإجابة على هذه الأسئلة الهامة وتحسين نتائج التلقيح.
التحديد الكمي التتر الأجسام المضادة الخاصة بالفيروس يمكن أن يؤديها مع مختلف طرق مناعية. وهذا يشمل المرحلة الصلبة10 أو المستندة إلى حبة فحوصات11 أليسا، مرحبا بالانزيم12، وتحييد فحوصات13. الأساليب المستندة إلى أليسا السماح بفرز كميات كبيرة نسبيا من عينات مصل ضد المستضدات المختلفة. أيضا، يمكن استكشاف الغلوبولين المناعي (Ig) م الخاصة بالعوامل الممرضة ومفتش بشكل منفصل. على الرغم من أن الخصائص مستضد، مثلاً، وتسلسل خطي من الأحماض الأمينية أو جسيمات شبيهة بالفيروس قد تؤثر على الربط من الأجسام المضادة، الطائفة من المحتمل [ابيتوبس] واسعة جداً، وعدم تقديم معلومات عن ما إذا كان جسم وقد رد صلة وظيفية.
وفي المقابل، مقايسة تحييد يحدد إمكانات أجسام مضادة لمنع انتقال العدوى إلى الخلايا وظيفيا ويعكس ذلك تحييد المحتملة. ومع ذلك، هذا الأسلوب المكثف جداً العمل، يتطلب استزراع محددة الخلية خطوط وتعيش الفيروسات، وعليه، هو مضيعة للوقت ومكلفة، وتتطلب معدات خاصة.
توضح هذه المقالة خطوة بخطوة بروتوكول المستندة إلى منظمة الصحة العالمية مرحبا12 كمياً التتر الأجسام المضادة الخاصة بالإنفلونزا. هيماجلوتينيشن تأثير مميزة لبعض الفيروسات مما أدى إلى تراص من الكريات الحمراء. تثبيط هذا التأثير مع المريض الأمصال يسمح بقياس تركيزات الأجسام المضادة المثبطة، مما يعكس تأثير تحييد.
وقد قمنا بتعديل سير العمل من منظمة الصحة العالمية-بروتوكول للسماح معالجة أكثر كفاءة من عينات متعددة في نفس الوقت، ومما يقلل من الوقت اللازم. ويصف البروتوكول الأول تحديد إمكانات تراص مستضد الإنفلونزا خاصة. في القيام بذلك، يتم تحديد تركيز مستضد الإنفلونزا الصحيح للبروتوكول الثاني. وينبغي أن يتكرر هذا الجزء مع كل مستضد الفيروسية الجديدة، فضلا عن كل دفعة من الدم.
البروتوكول الثاني يصف تصميم التتر الأجسام المضادة الخاصة بالإنفلونزا. البروتوكولات المقدمة هي الأمثل للتحقيق في عينات مصل الدم البشري وفيروس الإنفلونزا ومع ذلك، يمكن تطبيقه أيضا لعينات المصل الماوس أو supernatants ثقافة الخلية من حفز الخلايا المناعية، مثلاً، ب-الخلايا الخاصة بالفيروس. ويمكن تحديد النتائج كالتتر المقاسة المطلق. في العديد من الدراسات اللقاح، ترد التتر هندسي وفاصل الثقة 95% لكل السكان خاصة. للتفسير، أو سيروبروتيكشن، أو الدراسة تستخدم غالباً لوصف قابلية السكان لفيروس معين. ويعرف سيروبروتيكشن عيار ≥1:40، والدراسة كما تزيد عيار أكثر من النوبات مع تحقيق التتر سيروبروتيكتيفي بين اثنين من النقاط الزمنية (الأكثر استخداماً وتستخدم قبل التطعيم والتلقيح بعد 30 يوما).
كلا البروتوكولين سهلة الاستخدام، ويمكن أن تتكيف مع طائفة واسعة من الأسئلة البحثية. على وجه الخصوص، يمكن استخدامها لتحديد موثوقية وسرعة التتر الأجسام المضادة ضد الفيروسات الأخرى المختلفة مع القدرة على هيماجلوتينيشن، مثل الحصبة الألمانية، والنكاف، الحصبة أو بوليومافيروسيس14،15،16 .
Protocol
Representative Results
Discussion
القياس الكمي لما قبل وبعد التطعيم ضد الإنفلونزا الفيروس أضداد معينة التتر أداة هامة ضرورية للدراسات لقاح. تستند إلى تدابير بديلة للحماية ضد الإصابة بعدوى الفيروس، مثل سيروبروتيكشن (> 01:40) أو السيرولوجي (زيادة عيار النوبات)، يمكن أن تكون استراتيجيات التطعيم الأمثل9. استخدام ال?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
لا شيء.
Materials
| 25 ml Disposable Multichannel Pipette Reservoirs | Integra | 4312 | |
| 8-well PCR tubes | Brand GMBH | 781332 | For serum aliquots |
| 96-well microtiter plate, U-shaped | TPP | 92097 | For HI assay when using mammalian RBCs |
| 96-well microtiter plate, V-shaped | Corning Costar | 3897 | For HI assay when using avian RBCs |
| Aqua ad iniect. Steril | Bichsel AG | 1000004 | For preparing influenza antigen and cholera filtrate solutions |
| Chicken RBC (10%) | Cedarlane | CLC8800 | 10% suspension of chicken red blood cells in Alsever's solution |
| Cholera filtrate | Sigma-Aldrich | C8772 | Used as receptor destroying enzyme (RDE) |
| Dulbecco's PBS | Sigma-Aldrich | D8537 | For diluting the serum samples, RBCs and antigens |
| Eppendorf Multichannel pipette, 12-channel, 10-100 µl | Sigma-Aldrich | Z683949 | |
| Eppendorf Multichannel pipette, 8-channel, 10-100 µl | Sigma-Aldrich | Z683930 | |
| Guinea Pig RBC (10%) | Cedarlane | CLC1800 | 10% suspension of guinea pig red blood cells in Alsever's solution |
| Influenza Anti-A/California/7/09 HA serum | NIBSC | 14/134 | Used as positive control at the HI assay |
| Influenza Anti-A/Switzerland/9715293/2013-like HA serum | NIBSC | 14/272 | Used as positive control at the HI assay |
| Influenza Anti-A/Texas/50/2012-Like HA Serum | NIBSC | 13/178 | Used as positive control at the HI assay |
| Influenza Anti-B/Brisbane/60/2008-HA serum | NIBSC | 13/254 | Used as positive control at the HI assay |
| Influenza Anti-B/Massachusetts/02/2012 HA serum | NIBSC | 13/182 | Used as positive control at the HI assay |
| Influenza antigen A/California/7/09 (H1N1)(NYMC-X181) | NIBSC | 12/168 | Inactivated, partially purified A/California/7/09 (H1N1)(NYMC-X181) virus (ca. 46µgHA/ml) |
| Influenza antigen A/Switzerland/9715293/2013 (NIB88) | NIBSC | 14/254 | Inactivated, partially purified A/Switzerland/9715293/2013 (NIB88) virus (ca. 55µgHA/ml) |
| Influenza antigen A/Texas/50/2012 (H3N2)(NYMCX-223) | NIBSC | 13/112 | Inactivated, partially purified A/Texas/50/2012 (H3N2)(NYMCX-223) virus (ca. 74µgHA/ml) |
| Influenza antigen B/Brisbane/60/2008 | NIBSC | 13/234 | Inactivated, partially purified B/Brisbane/60/2008 virus (ca. 42µgHA/ml) |
| Influenza antigen B/Massachusetts/02/2012 | NIBSC | 13/134 | Inactivated, partially purified B/Massachusetts/02/2012 virus (ca. 35µgHA/ml) |
| Serum-Tubes | S-Monovette, Sardstedt | 01.1601.100 | For serum extraction with clotting activator |
| Single Donor Human RBC, Type 0 | Innovative Research | IPLA-WB3 | Suspension of single donor human red blood cells in Alsever's solution (ca. 26%) |
| Turkey RBC (10%) | Cedarlane | CLC1180 | 10% suspension of turkey red blood cells in Alsever's solution |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Gibco |
References
- . Prevention and control of seasonal influenza with vaccines. Recommendations of the Advisory Committee on Immunization Practices–United States, 2013-2014. MMWR Recomm Rep. 62, 1-43 (2013).
- Dominguez-Cherit, G., et al. Critically Ill patients with 2009 influenza A(H1N1) in Mexico. JAMA. 302 (17), 1880-1887 (2009).
- Fox, B. D., et al. Pandemic influenza (H1N1): impact on lung transplant recipients and candidates. J Heart Lung Transplant. 29 (9), 1034-1038 (2010).
- Piercy, J., Miles, A., Krankheiten, S. B. f. G. S. V., Values, M. . The Economic Impact of Influenza in Switzerland: Interpandemic Situation. , (2003).
- Barclay, V. C., et al. Positive network assortativity of influenza vaccination at a high school: implications for outbreak risk and herd immunity. PLoS One. 9 (2), 87042 (2014).
- Baluch, A., et al. Randomized controlled trial of high-dose intradermal versus standard-dose intramuscular influenza vaccine in organ transplant recipients. Am J Transplant. 13 (4), 1026-1033 (2013).
- Haralambieva, I. H., et al. The Impact of Immunosenescence on Humoral Immune Response Variation after Influenza A/H1N1 Vaccination in Older Subjects. PLoS One. 10 (3), 0122282 (2015).
- Egli, A., et al. Vaccine adjuvants–understanding molecular mechanisms to improve vaccines. Swiss Med Wkly. 144, 13940 (2014).
- O’Shea, D., Widmer, L. A., Stelling, J., Egli, A. Changing face of vaccination in immunocompromised hosts. Curr Infect Dis Rep. 16 (9), 420 (2014).
- Meulemans, G., Carlier, M. C., Gonze, M., Petit, P. Comparison of hemagglutination-inhibition, agar gel precipitin, and enzyme-linked immunosorbent assay for measuring antibodies against influenza viruses in chickens. Avian Dis. 31 (3), 560-563 (1987).
- Martins, T. B. Development of internal controls for the Luminex instrument as part of a multiplex seven-analyte viral respiratory antibody profile. Clin Diagn Lab Immunol. 9 (1), 41-45 (2002).
- Webster, R., Cox, N., Stöhr, K. WHO Animal Influenza Manual. WHO/CDS/CSR/NCS. 2002.5, 1-99 (2002).
- Mittelholzer, C. M., et al. Human cell lines used in a micro neutralization test for measuring influenza-neutralizing antibodies. Scand J Immunol. 63 (4), 257-263 (2006).
- Hamilton, R. S., Gravell, M., Major, E. O. Comparison of antibody titers determined by hemagglutination inhibition and enzyme immunoassay for JC virus and BK virus. J Clin Microbiol. 38 (1), 105-109 (2000).
- Kumakura, S., et al. Comparison of hemagglutination inhibition assay and enzyme immunoassay for determination of mumps and rubella immune status in health care personnel. J Clin Lab Anal. 27 (5), 418-421 (2013).
- Ogundiji, O. T., Okonko, I. O., Adu, F. D. Determination of measles hemagglutination inhibiting antibody levels among school children in Ibadan, Nigeria. J Immunoassay Immunochem. 34 (2), 208-217 (2013).
- Cwach, K. T., Sandbulte, H. R., Klonoski, J. M., Huber, V. C. Contribution of murine innate serum inhibitors toward interference within influenza virus immune assay. Influenza Other Respir Viruses. 6 (2), 127-135 (2012).
- Lee, P. S., et al. Receptor mimicry by antibody F045-092 facilitates universal binding to the H3 subtype of influenza virus. Nat Commun. 5, 3614 (2014).
- Blumel, B., et al. Age-related prevalence of cross-reactive antibodies against influenza A(H3N2) variant virus, Germany, 2003 to 2010. Euro Surveill. 20 (32), 16-24 (2015).
- Reber, A. J., et al. Seasonal Influenza Vaccination of Children Induces Humoral and Cell-Mediated Immunity Beyond the Current Season: Cross-reactivity with Past and Future Strains. J Infect Dis. , (2016).
