Summary

マウスの心臓形態の心エコー検査・組織学的検討

Published: October 26, 2017
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Summary

心エコー検査は、マウスで多用されます。高価な高分解能超音波デバイスは、この目的のために開発されています。このプロトコルでは、心臓形態を決定する組織学的形態計測学的解析と組み合わせて現実的な心エコー手順について説明します。

Abstract

遺伝子組み換えマウス モデル数の増加はここ数年で利用可能になりました。さらに、薬理学的研究マウスで実行される数が多いです。これらマウス モデルの表現型解析には、心臓の機能や形態の検討も必要です。心エコー検査や磁気共鳴画像 (MRI) は心機能とマウスの形態を特徴付けるため頻繁に使用されるアプローチが。心エコーと MRI の機器に特化した小さい齧歯動物での使用は高価な専用スペースが必要です。このプロトコルでは、15 MHz のひと血管プローブ臨床心エコー システムを用いたマウスの心臓の測定について説明します。測定は、成体マウスの麻酔で行われます。少なくとも 3 つの映像は記録および胸骨短軸ビューで M モードで各動物を分析します。その後、心臓の病理組織学的検査が行われ、心筋細胞の直径は、ヘマトキシリンで決定される-エオシンまたは小麦胚芽凝集素 (WGA)-パラフィン切片を染色します。血管密度は、決定 morphometrically を Pecam 1 染色後です。プロトコル モデルをされている薬理学的研究に正常に適用されるとは異なる遺伝的動物左前方降順冠状動脈 (永久的な結紮による実験的心筋梗塞後だけでなく、ベースラインの条件下で若者)。我々 の経験で心エコー法による調査は麻酔下の動物に限定され、少なくとも計量成体マウスで可能である 25 g。

Introduction

遺伝子組み換えマウス モデルの大きい変化があり、マウスの薬理学的研究の数は高1,2です。心エコー検査や MRI は、心機能、これらマウス モデル3の形態の表現型特性の一般的に使用される方法です。提案するプロトコルの目的は、心機能と成体の形態を分析することです。それを組み合わせた心エコー、組織学的、免疫組織化学的測定。心エコー検査はマウス4,5,6,7,8,9,1011で広く使用されて 12。・ パション/11識別 205 研究 2012 ~ 2015 の循環循環研究アメリカ生理学のジャーナル –学、心血管研究の公開動物の心エコー検査を使用します。

心エコー検査は遺伝子改変マウス5,6,13,14,15,16,心臓表現型を識別するために使用します。17,18,19,20,21,22、同様に慢性的な過負荷による肥大、心筋虚血、心筋症モデル (文献12) マウスの心機能の解析。向上心エコー検査機器では、左心室 (LV) シストリックおよび diastolic 寸法、組織ドップラー心エコー、心筋コントラスト エコー、LV 地域機能と冠予備能の評価の標準的な指標12. 理想的には、収縮機能、自律神経の反射性制御の麻酔の負の影響を避けるために意識下マウスにおける心エコー検査を行うべきであり心拍数11。それにもかかわらず、このアプローチは、動物を訓練するための要件によって制限されます。安定している; 体の温度を保つことの難しさ動きの人工物;ストレス;非常に高い心臓周波数;多数の動物調査中である場合は特に、実験を実行する少なくとも 2 つの調査官のための要件。興味深いことに、最近の研究には、訓練され、未熟な動物19における心エコー所見の違いは報告されません。麻酔下マウスにおける超音波測定を行います。異なる麻酔のプロトコルは後述します。

標準的な解像度のエコー (> 10 MHz) はメジャー左心室収縮期と拡張期の寸法と成体マウスの心機能に十分なメソッドは、基になる構造の現象の説明に限られました。したがって、我々 は組織学的生体内測定を組み合わせると、たとえば、心筋細胞径と血管の密度を測定する免疫組織学的解析。同じタイプに拡散の定量、アポトーシス、梗塞サイズの測定、線維化、および特異的マーカーの発現の定量の検討など、その他の組織学的および免疫組織学的調査を実行することも組織を処理されますが、この議定書の対象とされていません。体内の組織学的解析と心エコー検査の組み合わせは、基になる構造変化に追加の洞察力を提供します。追加の手順で分子・超構造の調査でこれらの測定を完了できます。組織学的分析は、心エコー検査を完了するだけでなく、心エコー図の解像度が十分でない場合も不可欠になります。これは、胚性致死23,24遺伝子改変マウスのモデルでは特にそうです。

Protocol

ここで説明実験が関連する機関とフランス動物福祉法、ガイドライン、およびポリシーに準拠して実施されました。彼らはフランスの倫理委員会によって承認されている (Comité Institutionnel d ' Ethique 注ぐ l ' 動物ドゥ ・ ラボラトワール; 番号 nce-コード/2012-106). 1 エコー 尾でそれを軽く押しながら適切な位置を確保するため標準研究所バランスを使ってマウ?…

Representative Results

図 1、代表的な心エコー録音における遺伝子改変マウス心臓表現型を識別するために心エコー法の有用性を示す.正常な心臓機能 (図 1 a) をマウスと拡張した左心室と減らされた LV 機能 (図 1 b) を持つ動物の違いは、簡単に識別できます。図 2に示します心筋細胞の比較直径測定せ…

Discussion

別の方法は、心エコー検査、造影 MRI、マイクロ CT、PET 検査を含むマウスの心臓の構造と機能を評価するため開発されています。その費用対効果とシンプルさのため心エコー検査、マウス11の機能分析のため最も広く使用されている手法です。心とマウスの心拍数、探触子の周波数の高周波数のサイズが小さいため一般に、> 10 MHz は使用する必要がありますが、成功の測?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

作業は「未来への投資」LABEX SIGNALIFE プログラム (リファレンス ANR-11-LABX-0028-01) を介して (国立研究機関、ANR) フランス政府によってサポートされた、K に補助金によって d. w. 協会から注ぐラ凝ったシュル ルがん財団・ ド ・ フランスと癌 Inserm の計画。D. b. と a. v. 奨学金を財団注ぐラ凝った Médicale とニースの都市からそれぞれ受信しました。心臓と探触子であったフィリップスによって提供される親切。その熟練した技術支援を A. Borderie、s. Destree、M. Cutajar ボッサート、A. Landouar、A. 畑、A. Biancardini、s. m. ワーグナーを感謝いたします。

Materials

Wheat germ agglutinin (WGA) conjugated tetramethylrhodamine Life Technologies, Molecular Probes W849
Biotinylated Goat Anti-Rabbit IgG Antibody Vectorlabs BA-1000
Avidin/Biotin Blocking Kit Vectorlabs SP-2001
VECTASTAIN Elite ABC HRP Kit (Peroxidase, Standard) Vectorlabs PK-6100
VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI Vectorlabs H-1200
SIGMAFAST 3,3'-Diaminobenzidine tablets Sigma D4168
Hydrogen peroxide solution Sigma H1009
Anti-Pecam-1 (CD31) antibody Abcam ab28364
Ultrasound transmission gel, Gel Aquasonic 100 Parker
Linear ultrasound probe, L15-7io Philips Healthcare
Echocardiograph, IE33 xMATRIX Philips Healthcare
Microscope, Leica DMi8 Leica
Fluorescence Filterset DAPI Leica 11525304
Filterset TxR Leica 11525310
Digital Camera, SPOT RT3 Color Slider Spot Imaging
Imaging Software, SPOT 5.2 Advanced and Basic Software Spot Imaging
Imaging Computer Dell
Fine Scissors Fine Science Tools 14028-10
Large Scissors Fine Science Tools 14501-14
Scalpel blades Fine Science Tools 10023-00
Graefe Forceps Fine Science Tools 11650-10
Rodent shaver Harvard Apparatus 34-0243
cassettes for paraffin embedding Sakura 4155F
neutral buffered Formalin Sakura 8727
Xylene Sakura 8733
Paraffine TEK III Sakura 4511
automated embedding apparatus, Tissue-Tek VIP Sakura 6032
paraffin-embedding station Tissue-Tek TEC 5 Sakura 5229
microtome blades,Accu-Edge S35 Sakura 4685
microscopy slides, Tissue-Tek Sakura 9533
cover slips, Tissue-Tek Sakura 9582
Mounting medium Tissue-Tek Sakura 1408
slide boxes Sakura 3958
eosine solution Sakura 8703
hematoxyline solution Sakura 8711
microtome, RM2125RT Leica 720-1880 (VWR)
water bath, Leica HI1210 Leica 720-0113(VWR)
Ethanol VWR ACRO444220050
15 ml tubes VWR 734-0451
staining glass dish VWR MARI4220004
staining jars VWR MARI4200005
Incubator Binder 9010-0012
DAB and urea hydrogen peroxide tablets, SIGMAFAST 3,3′-Diaminobenzidine tablets Sigma D4293
PBS (10X) Thermo Fisher Scientific 70011044

References

  1. Ormandy, E. H., Dale, J., Griffin, G. Genetic engineering of animals: ethical issues, including welfare concerns. Can Vet J. 52 (5), 544-550 (2011).
  2. Karl, T., Pabst, R., von Hörsten, S. Behavioral phenotyping of mice in pharmacological and toxicological research. Exp Toxicol Pathol. 55 (1), 69-83 (2003).
  3. Phoon, C. K., Turnbull, D. H. Cardiovascular Imaging in Mice. Curr Protoc Mouse Biol. 6 (1), 15-38 (2016).
  4. Wagner, N., et al. Peroxisome proliferator-activated receptor beta stimulation induces rapid cardiac growth and angiogenesis via direct activation of calcineurin. Cardiovasc Res. 83 (1), 61-71 (2009).
  5. Wagner, K. D., Vukolic, A., Baudouy, D., Michiels, J. F., Wagner, N. Inducible Conditional Vascular-Specific Overexpression of Peroxisome Proliferator-Activated Receptor Beta/Delta Leads to Rapid Cardiac Hypertrophy. PPAR Res. 2016, 7631085 (2016).
  6. Ghanbarian, H., et al. Dnmt2/Trdmt1 as Mediator of RNA Polymerase II Transcriptional Activity in Cardiac Growth. PLoS One. 11 (6), e0156953 (2016).
  7. Meguro, T., et al. Cyclosporine attenuates pressure-overload hypertrophy in mice while enhancing susceptibility to decompensation and heart failure. Circ Res. 84 (6), 735-740 (1999).
  8. de Araújo, C. C., et al. Regular and moderate aerobic training before allergic asthma induction reduces lung inflammation and remodeling. Scand J Med Sci Sports. 26 (11), 1360-1372 (2016).
  9. Benavides-Vallve, C., et al. New strategies for echocardiographic evaluation of left ventricular function in a mouse model of long-term myocardial infarction. PLoS One. 7 (7), e41691 (2012).
  10. Colazzo, F., et al. Murine left atrium and left atrial appendage structure and function: echocardiographic and morphologic evaluation. PLoS One. 10 (4), e0125541 (2015).
  11. Pachon, R. E., Scharf, B. A., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Best anesthetics for assessing left ventricular systolic function by echocardiography in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308 (12), H1525-H1529 (2015).
  12. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).
  13. Mor-Avi, V., et al. Current and evolving echocardiographic techniques for the quantitative evaluation of cardiac mechanics: ASE/EAE consensus statement on methodology and indications endorsed by the Japanese Society of Echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 24 (3), 277-313 (2011).
  14. Collins, K. A., Korcarz, C. E., Lang, R. M. Use of echocardiography for the phenotypic assessment of genetically altered mice. Physiol Genomics. 13 (3), 227-239 (2003).
  15. Rottman, J. N., Ni, G., Brown, M. Echocardiographic evaluation of ventricular function in mice. Echocardiography. 24 (1), 83-89 (2007).
  16. Hart, C. Y., Burnett, J. C., Redfield, M. M. Effects of avertin versus xylazine-ketamine anesthesia on cardiac function in normal mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 281 (5), H1938-H1945 (2001).
  17. Moran, C. M., Thomson, A. J., Rog-Zielinska, E., Gray, G. A. High-resolution echocardiography in the assessment of cardiac physiology and disease in preclinical models. Exp Physiol. 98 (3), 629-644 (2013).
  18. Fayssoil, A., Tournoux, F. Analyzing left ventricular function in mice with Doppler echocardiography. Heart Fail Rev. 18 (4), 511-516 (2013).
  19. Schoensiegel, F., et al. High throughput echocardiography in conscious mice: training and primary screens. Ultraschall Med. 32, S124-S129 (2011).
  20. Yariswamy, M., et al. Cardiac-restricted Overexpression of TRAF3 Interacting Protein 2 (TRAF3IP2) Results in Spontaneous Development of Myocardial Hypertrophy, Fibrosis, and Dysfunction. J Biol Chem. 291 (37), 19425-19436 (2016).
  21. Jara, A., et al. Cardiac-Specific Disruption of GH Receptor Alters Glucose Homeostasis While Maintaining Normal Cardiac Performance in Adult Male Mice. Endocrinology. 157 (5), 1929-1941 (2016).
  22. Kerr, B. A., et al. Stability and function of adult vasculature is sustained by Akt/Jagged1 signalling axis in endothelium. Nat Commun. 7, 10960 (2016).
  23. Wagner, N., et al. Coronary vessel development requires activation of the TrkB neurotrophin receptor by the Wilms’ tumor transcription factor Wt1. Genes Dev. 19 (21), 2631-2642 (2005).
  24. Wagner, K. D., et al. The Wilms’ tumour suppressor Wt1 is a major regulator of tumour angiogenesis and progression. Nat Commun. 5, 5852 (2014).
  25. Yang, X. P., et al. Echocardiographic assessment of cardiac function in conscious and anesthetized mice. Am J Physiol. 277 (5 Pt 2), H1967-H1974 (1999).
  26. Rottman, J. N., et al. Temporal changes in ventricular function assessed echocardiographically in conscious and anesthetized mice. J Am Soc Echocardiogr. 16 (11), 1150-1157 (2003).
  27. Quiñones, M. A., et al. Recommendations for quantification of Doppler echocardiography: a report from the Doppler Quantification Task Force of the Nomenclature and Standards Committee of the American Society of Echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 15 (2), 167-184 (2002).
  28. van Laake, L. W., et al. Monitoring of cell therapy and assessment of cardiac function using magnetic resonance imaging in a mouse model of myocardial infarction. Nat Protoc. 2 (10), 2551-2567 (2007).
  29. Wagner, K. D., et al. The Wilms’ tumor suppressor Wt1 is expressed in the coronary vasculature after myocardial infarction. FASEB J. 16 (9), 1117-1119 (2002).
  30. Wagner, K. D., et al. RNA induction and inheritance of epigenetic cardiac hypertrophy in the mouse. Dev Cell. 14 (6), 962-969 (2008).
  31. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  32. Ruifrok, A. C., Johnston, D. A. Quantification of histochemical staining by color deconvolution. Anal Quant Cytol Histol. 23 (4), 291-299 (2001).
  33. Lazzeroni, D., Rimoldi, O., Camici, P. G. From Left Ventricular Hypertrophy to Dysfunction and Failure. Circ J. 80 (3), 555-564 (2016).
  34. Ismail, J. A., et al. Immunohistologic labeling of murine endothelium. Cardiovasc Pathol. 12 (2), 82-90 (2003).
  35. Benton, R. L., Maddie, M. A., Minnillo, D. R., Hagg, T., Whittemore, S. R. Griffonia simplicifolia isolectin B4 identifies a specific subpopulation of angiogenic blood vessels following contusive spinal cord injury in the adult mouse. J Comp Neurol. 507 (1), 1031-1052 (2008).
  36. Ayoub, A. E., Salm, A. K. Increased morphological diversity of microglia in the activated hypothalamic supraoptic nucleus. J Neurosci. 23 (21), 7759-7766 (2003).
  37. Maddox, D. E., Shibata, S., Goldstein, I. J. Stimulated macrophages express a new glycoprotein receptor reactive with Griffonia simplicifolia I-B4 isolectin. Proc Natl Acad Sci U S A. 79 (1), 166-170 (1982).
  38. dela Paz, N. G., D’Amore, P. A. Arterial versus venous endothelial cells. Cell Tissue Res. 335 (1), 5-16 (2009).
check_url/kr/55843?article_type=t

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Cite This Article
Baudouy, D., Michiels, J., Vukolic, A., Wagner, K., Wagner, N. Echocardiographic and Histological Examination of Cardiac Morphology in the Mouse. J. Vis. Exp. (128), e55843, doi:10.3791/55843 (2017).

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