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생체공학

Comportamiento pruebas para evaluar el déficit funcional causado por la implantación de microelectrodos en la corteza de Motor rata roedor

Published: August 18, 2018
doi:
10.3791/57829
, , , , , ,
1Advanced Platform Technology Center, Rehabilitation Research and Development,Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering,Case Western Reserve University

Summary

Hemos demostrado que una implantación de microelectrodos en la corteza motora de las ratas causa déficit motor inmediato y duraderos. Los métodos aquí propusieron contorno una cirugía de implantación de microelectrodos y tres roedores tareas conductuales para dilucidar posibles cambios en la función motora fina o gruesa debido al daño causado por la implantación a la corteza motora.

Abstract

Dispositivos médicos implantados en el cerebro tienen un enorme potencial. Como parte de un sistema de interfaz de máquina cerebral (IMC), microelectrodos intracortical demuestran la capacidad para registrar los potenciales de acción de individuos o pequeños grupos de neuronas. Tales señales registradas se han utilizado con éxito como para interfaz con o controlar equipos, extremidades robóticas y sus propios miembros. Sin embargo, estudios anteriores en animales han demostrado que una implantación de microelectrodos en el cerebro no sólo daña los tejidos circundantes pero también puede dar lugar a déficits funcionales. Aquí, discutimos una serie de pruebas de comportamiento para cuantificar posibles deficiencias motoras tras la implantación de intracortical microelectrodos en la corteza de motor de una rata. Los métodos para campo abierto grid, paso de escalera y prueba de resistencia de agarre proporcionan información valiosa con respecto a las complicaciones potenciales resultantes de una implantación de microelectrodos. Los resultados de las pruebas de comportamiento se correlacionan con la histología final, proporcionando información adicional sobre los resultados patológicos y los impactos de este procedimiento en el tejido adyacente.

Introduction

Intracortical microelectrodos fueron utilizados originalmente para asignar los circuitos del cerebro y se han convertido en una valiosa herramienta para habilitar la detección de las intenciones de motor que puede ser utilizado para producir salidas funcionales1. Salidas funcionales detectados pueden ofrecer a individuos que sufren de lesiones medulares, parálisis cerebral, esclerosis lateral amiotrófica (ELA) u otras condiciones de limitación de movimiento del control de un cursor de ordenador2,3 o robótica brazo4,5,6, o restaurar la función a su propio miembro con discapacidad7. Por lo tanto, tecnología del microelectrodo intracortical ha surgido como un prometedor y de crecimiento rápido campo8.

Debido a los éxitos en el campo, están realizando estudios clínicos para mejorar y comprender mejor las posibilidades de IMC tecnología5,9,10. Realizando todo el potencial de comunicación con las neuronas en el cerebro, las solicitudes de rehabilitación son percibidas como ilimitada8. Aunque hay gran optimismo para el futuro de la tecnología de microelectrodo intracortical, también es bien sabido que los microelectrodos eventualmente no11, posiblemente debido a una respuesta de capensis aguda después de la implantación. La implantación de un material extraño en el cerebro provoca daños inmediatos en el tejido circundante y conduce a mayores daños causados por la respuesta de capensis que varía en función de propiedades del implante12. Además, un implante en el cerebro puede causar un efecto microlesion: una reducción en el metabolismo de la glucosa parece ser causada por edema agudo y la hemorragia debido a la inserción de dispositivo13. Además, la calidad de la señal y la longitud de tiempo que pueden grabar señales útiles son incompatibles, sin importar el modelo animal11,14,15,16. Varios estudios han demostrado la conexión entre la neuroinflamación y microelectrodo rendimiento17,18,19. Por lo tanto, el consenso de la comunidad es que la respuesta inflamatoria del tejido neural que rodea el microelectrodo, al menos en parte, compromete la confiabilidad de electrodo.

Muchos estudios han examinado la inflamación local11,20,21,22 o explorado métodos para reducir el daño al cerebro causado por inserción11,23, 24,25, con el objetivo de mejorar el rendimiento de grabación sobre tiempo14,26. Además, hemos demostrado recientemente que una lesión yatrogénica, causada por una inserción de microelectrodos en la corteza motora de las ratas causa un déficit motor fino inmediata y duradera27. Por lo tanto, el propósito de los protocolos presentados aquí es darle a los investigadores un método cuantitativo para evaluar el posible déficit motor como resultado del trauma cerebral después de la implantación y la persistente presencia de dispositivos intracortical (microelectrodos en la caso de este manuscrito). Las pruebas de comportamiento descritas aquí fueron diseñadas para embromar hacia fuera ambos impedimentos de motricidad gruesa y fina y pueden ser utilizadas en muchos modelos de lesión de cerebro. Estos métodos son sencillas, reproducibles y fácilmente pueden ser implementados en un modelo roedor. Además, los métodos presentados aquí permiten una correlación del comportamiento motor de los resultados histológicos, un beneficio que hasta hace poco, los autores no han visto publicado en el campo de índice de masa corporal. Por último, como estos métodos fueron diseñados para probar la función motora fina28, la función motora gruesa29y estrés y la ansiedad comportamiento29,30, los métodos presentados aquí también se pueden implementar en un variedad de modelos de lesión en la cabeza donde los investigadores quieren gobernar (o) cualquier déficit de la función motora.

Protocol

Todos los procedimientos y prácticas de cuidado de los animales fueron aprobadas por y realizadas de acuerdo con los comités de uso y Louis Stokes Cleveland Departamento de veteranos asuntos centro institucional Animal atención médica. Nota: Para educar a los investigadores en la decisión sobre el uso de un modelo de heridas de puñalada como control, se recomienda revisar el trabajo realizado por Potter et al. 21. 1. procedimient…

Representative Results

Utilizando los métodos presentados aquí, una cirugía de implantación de microelectrodos en la corteza de motor es completa siguientes procedimientos establecidos39,40,41,42, seguido por la prueba de rejilla de campo abierto para evaluar la función motora gruesa y escalera y agarre fuerza para evaluar el motor fino función27. Funció…

Discussion

El protocolo descrito aquí ha sido utilizado eficaz y reproducible medir déficit motor fino y grueso en un modelo de lesión cerebral de roedor. Además, permite la correlación de comportamiento motor fino los resultados histológicos después de una implantación de microelectrodos en la corteza de motor. Los métodos son fáciles de seguir, de bajo costo configurar y pueden modificarse para adaptarse a las necesidades individuales de los investigadores. Además, la prueba de comportamiento no causa dolor o estrés a…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este estudio fue apoyado en parte por el mérito de premio #B1495-R (Capadona) y el Premio Presidencial de la carrera temprana de científico e ingenieros (PECASE, Capadona) desde el Departamento de veteranos asuntos investigación rehabilitación de Estados Unidos (US) y Servicio para el desarrollo. Además, este trabajo fue financiado en parte por la oficina del Secretario de defensa asistente para asuntos de salud a través del Peer revisada médica investigación programa bajo Nº de premio W81XWH-15-1-0608. Los contenidos no representan las opiniones del Departamento de Asuntos Veteranos de Estados Unidos o el gobierno de Estados Unidos. Los autores desean agradecer a Dr. Hiroyuki Arakawa en la CWRU roedor comportamiento base para su orientación en el diseño y prueba de protocolos de comportamiento roedores. Los autores también desean agradecer a James Drake y Kevin Talbot de la CWRU Departamento de mecánica e ingeniería aeroespacial por su ayuda en el diseño y fabricación de la prueba escala roedores.

Materials

Sprague Dawley rats, male, 201-225g Charles River CD
Compac5 anesthesia system Vetequip 901812
Electric trimmers Wahl 9918-6171
Stereotaxic frame David Kopf Instruments 1760
Gaymar heated water pad and pump Braintree Scientific Inc  TP-700
Vetbond tissue adhesive 3M 07-805-5031
Dental drill Pearson Dental O60-0045
Dura pick Fine Science Tools 10064-14
Silicon shank microelectrode Made in-house at Cleveland VA Medical Center N/A
KwikCast silicone elastomer World Precision Instruments KWIK-CAST
Teets dental cement  A-M Systems 525000
Webcam HD Pro c920 Logitec 960-000764
Grip strength meter Harvard Apparatus 565084
Minitab 17 statistical software Minitab Inc
Open field grid test Made in-house at Case Western Reserve University N/A
Ladder test Made in-house at Case Western Reserve University N/A
Rabbit anti rat IgG antibody Bio-Rad 618501
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References

  1. Donoghue, J. P. Bridging the brain to the world: a perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  2. McFarland, D. J., Sarnacki, W. A., Wolpaw, J. R. Electroencephalographic (EEG) control of three-dimensional movement. Journal of Neural Engineering. 7 (3), 036007 (2010).
  3. Wolpaw, J. R., McFarland, D. J. Control of a two-dimensional movement signal by a noninvasive brain-computer interface in humans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (51), 17849-17854 (2004).
  4. Bell, C. J., Shenoy, P., Chalodhorn, R., Rao, R. P. Control of a humanoid robot by a noninvasive brain-computer interface in humans. Journal of Neural Engineering. 5 (2), 214-220 (2008).
  5. Collinger, J. L., et al. High-performance neuroprosthetic control by an individual with tetraplegia. The Lancet. 381 (9866), 557-564 (2013).
  6. Hochberg, L. R., et al. Reach and grasp by people with tetraplegia using a neurally controlled robotic arm. Nature. 485 (7398), 372-375 (2012).
  7. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 389 (10081), 1821-1830 (2017).
  8. Bowsher, K., et al. Brain-computer interface devices for patients with paralysis and amputation: a meeting report. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 023001 (2016).
  9. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Direct cortical control of 3D neuroprosthetic devices. Science. 296 (5574), 1829-1832 (2002).
  10. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Information conveyed through brain-control: cursor versus robot. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (2), 195-199 (2003).
  11. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001 (2015).
  12. Anderson, D. J. Penetrating multichannel stimulation and recording electrodes in auditory prosthesis research. Hearing Research. 242 (1-2), 31-41 (2008).
  13. Pourfar, M., et al. Assessing the microlesion effect of subthalamic deep brain stimulation surgery with FDG PET. Journal of Neurosurgery. 110 (6), 1278-1282 (2009).
  14. Hermann, J. K., et al. Inhibition of the cluster of differentiation 14 innate immunity pathway with IAXO-101 improves chronic microelectrode performance. Journal of Neural Engineering. , (2018).
  15. Bedell, H. W., et al. Targeting CD14 on blood derived cells improves chronic intracortical microelectrode performance in chronic modified state of neuroinflammation. Biomaterials. 163, 163-173 (2018).
  16. Kozai, T. D. Y., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 48-67 (2015).
  17. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  18. Saxena, T., et al. The impact of chronic blood-brain barrier breach on intracortical electrode function. Biomaterials. 34 (20), 4703-4713 (2013).
  19. Kozai, T. D., et al. Effects of caspase-1 knockout on chronic neural recording quality and longevity: insight into cellular and molecular mechanisms of the reactive tissue response. Biomaterials. 35 (36), 9620-9634 (2014).
  20. Biran, R., Martin, D., Tresco, P. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195 (1), 115-126 (2005).
  21. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. Journal of Neural Engineering. 9 (4), 046020 (2012).
  22. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
  23. Gunasekera, B., Saxena, T., Bellamkonda, R., Karumbaiah, L. Intracortical recording interfaces: current challenges to chronic recording function. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 68-83 (2015).
  24. Villalobos, J., et al. Preclinical evaluation of a miniaturized Deep Brain Stimulation electrode lead. Conference Proceedings: Annual International Conferences of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2015, 6908-6911 (2015).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106 (3), 309-318 (2005).
  26. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), e3565 (2012).
  27. Goss-Varley, M., et al. Microelectrode implantation in motor cortex causes fine motor deficit: implications on potential considerations to brain computer interfacing and human augmentation. Scientific Reports. 7, 15254 (2017).
  28. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  29. Bailey, K. R., Crawley, J. N., Buccafusco, J. J. Anxiety-related behaviors in mice. Methods of Behavior Analysis in Neuroscience. , (2009).
  30. Prut, L., Belzung, C. The open field as a paradigm to measure the effects of drugs on anxiety-like behaviors: a review. European Journal of Pharmacology. 463 (1-3), 3-33 (2003).
  31. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy procedure: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. , (2017).
  32. Dona, K. R., et al. A novel single animal motor function tracking system using MATLAB’s computer vision toolbox to assess functional deficits. Journal of Visualized Experiments. , (2018).
  33. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. , (2018).
  34. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. , (2017).
  35. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 0142-9612 (35), 8049-8064 (2014).
  36. Potter-Baker, K. A., et al. A comparison of neuroinflammation to implanted microelectrodes in rat and mouse models. Biomaterials. 34, 5637-5646 (2014).
  37. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  38. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry B. 2, 2517-2529 (2014).
  39. Potter, K. A., Simon, J. S., Velagapudi, B., Capadona, J. R. Reduction of autofluorescence at the microelectrode-cortical tissue interface improves antibody detection. Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 96-105 (2012).
  40. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically-adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2209-2222 (2014).
  41. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014 (2014).
  42. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34, 7001-7015 (2013).
  43. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003 (2009).
  44. Hamm, R. J., Pike, B. R., O’Dell, D. M., Lyeth, B. G., Jenkins, L. W. The rotarod test: an evaluation of its effectiveness in assessing motor deficits following traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 11 (2), 187-196 (1994).
  45. Teuber, H. L. Recovery of function after brain injury in man. Ciba Foundation Symposium. (34), 159-190 (1975).
  46. Carmel, J. B., Kimura, H., Martin, J. H. Electrical stimulation of motor cortex in the uninjured hemisphere after chronic unilateral injury promotes recovery of skilled locomotion through ipsilateral control. Journal of Neuroscience. 34 (2), 462-466 (2014).
  47. Hayn, L., Koch, M. Suppression of excitotoxicity and foreign body response by memantine in chronic cannula implantation into the rat brain. Brain Research Bulletin. 117, 54-68 (2015).
  48. Marklund, N. Rodent models of traumatic brain injury: methods and challenges. Methods in Molecular Biology. 1462, 29-46 (2016).
  49. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. The ladder rung walking task: a scoring system and its practical application. Journal of Visualized Experiments. (28), e1204 (2009).
  50. Pajoohesh-Ganji, A., Byrnes, K. R., Fatemi, G., Faden, A. I. A combined scoring method to assess behavioral recovery after mouse spinal cord injury. Neuroscience Research. 67 (2), 117-125 (2010).
  51. Chesler, E. J., Wilson, S. G., Lariviere, W. R., Rodriguez-Zas, S. L., Mogil, J. S. Influences of laboratory environment on behavior. Nature Neuroscience. 5 (11), 1101-1102 (2002).
  52. Crabbe, J. C., Wahlsten, D., Dudek, B. C. Genetics of mouse behavior: interactions with laboratory environment. Science. 284 (5420), 1670-1672 (1999).
  53. Richter, S. H., Garner, J. P., Auer, C., Kunert, J., Wurbel, H. Systematic variation improves reproducibility of animal experiments. Nature Methods. 7 (3), 167-168 (2010).
  54. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  55. Osier, N. D., Dixon, C. E. The controlled cortical impact model: applications, considerations for researchers, and future directions. Frontiers in Neurology. 7, 134 (2016).
  56. Harrison, F. E., Hosseini, A. H., McDonald, M. P. Endogenous anxiety and stress responses in water maze and Barnes maze spatial memory tasks. Behavioural Brain Research. 198 (1), 247-251 (2009).
  57. Jackson, J. R., et al. Reduced voluntary running performance is associated with impaired coordination as a result of muscle satellite cell depletion in adult mice. Skeletal Muscle. 5, 41 (2015).
  58. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily anti-oxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046002 (2015).
  59. Ware, T., Simon, D., Rennaker, R. L., Voit, W. Smart polymers for neural interfaces. Polymer Reviews. 53 (1), 108-129 (2013).
  60. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302 (2), 160331 (2017).
  61. Kozai, T., et al. Reduction of neurovascular damage resulting from microelectrode insertion into the cerebral cortex using in vivo two-photon mapping. Journal of Neural Engineering. 7 (4), 046011 (2010).

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Goss-Varley, M., Shoffstall, A. J., Dona, K. R., McMahon, J. A., Lindner, S. C., Ereifej, E. S., Capadona, J. R. Rodent Behavioral Testing to Assess Functional Deficits Caused by Microelectrode Implantation in the Rat Motor Cortex. J. Vis. Exp. (138), e57829, doi:10.3791/57829 (2018).
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