La pneumonectomie gauche combiné avec Monocrotaline ou Sugen comme un modèle d’Hypertension pulmonaire chez le rat
Summary
La pneumonectomie gauche rongeur est une technique utile dans la recherche d’une hypertension artérielle pulmonaire. Nous présentons ici un protocole visant à décrire la procédure de pneumonectomie rat et les soins post-opératoires afin d’assurer la mortalité et la morbidité minime.
Abstract
Dans ce protocole, nous détaillons les étapes de la procédure correctes et précautions nécessaires pour effectuer une pneumonectomie gauche et induisent des HAP chez les rats avec l’administration supplémentaire de monocrotaline (MCT) ou SU5416 (Sugen). Nous comparons également ces deux modèles à d’autres modèles de HAP couramment utilisés dans la recherche. Ces dernières années, la mise au point des modèles animaux de HAP a poussé vers l’étude du mécanisme d’angioproliferation des lésions plexiforme, dans laquelle le rôle de la circulation sanguine pulmonaire accrue est considéré comme un déclencheur important dans le développement de graves pulmonaire le remodelage vasculaire. Un des modèles rongeurs plus prometteurs de l’augmentation du débit pulmonaire est la pneumonectomie gauche unilatérale combinée avec un « second coup » de MCT ou Sugen. La suppression du poumon gauche mène à la circulation sanguine pulmonaire accrue et turbulent et remodelage vasculaire. Il n’existe actuellement aucune procédure détaillée de la chirurgie de la pneumonectomie chez les rats. Cet article décrit un protocole étape par étape de la procédure chirurgicale pneumonectomie et soins postopératoires chez les rats Sprague-Dawley. En bref, l’animal est anesthésié et le coffre est ouvert. Une fois que l’artère pulmonaire gauche, veines pulmonaires et des bronches sont visualisées, ils sont ligaturés et le poumon gauche est supprimé. La poitrine puis fermé et récupéré l’animal. Sang est obligé de circuler uniquement sur le poumon droit. Cette augmentation de la pression vasculaire entraîne un remodelage progressif et l’occlusion des petites artères pulmonaires. Le deuxième coup de MCT ou Sugen est utilisé une semaine après la chirurgie pour induire la dysfonction endothéliale. La combinaison de l’augmentation du débit sanguin dans le poumon et la dysfonction endothéliale produit HAP sévère. La principale limite de cette procédure est qu’il exige des compétences chirurgicales générales.
Introduction
Hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie progressive et mortelle caractérisée par une augmentation du débit sanguin pulmonaire, augmentation de la résistance vasculaire, l’inflammation et remodelage des petits vaisseaux sanguins pulmonaires1. Ce remodelage habituellement se traduit par des lésions vasculaires qui obstruent et oblitérer les petites artères pulmonaires, provoquant une vasoconstriction et augmentant le ventricule droit postcharge2. Il existe peu de traitements pharmacologiques réussie de HAP ; en conséquence, vestiges de la mortalité liée au HAP hautes. Récemment, au centre de recherche sur la pathologie de l’hypertension pulmonaire a déménagé vers un mécanisme d’angio-prolifération dans laquelle le rôle de la circulation sanguine pulmonaire accrue est considéré comme un déclencheur important dans le développement de pulmonaire vasculaire remodelage des3,4.
Modèles animaux d’hypertension pulmonaire ont fourni des idées essentielles qui aident à expliquer la physiopathologie de la maladie et ont servi de plateforme pour drogue, cellule, gène et la protéine livraison. Traditionnellement, le modèle de l’hypertension pulmonaire induite par l’hypoxie chronique et le modèle de lésion pulmonaire MCT ont été les principaux modèles utilisés pour étudier les HAP physiopathologie5. Toutefois, ils ne sont pas suffisants pour produire une augmentation artérielle pulmonaire flux néointimale tendance et du remodelage par rapport aux modifications décrites chez des patients humains. Le modèle de l’hypoxie chronique chez les rongeurs se traduit par l’épaississement des parois des vaisseaux avec vasoconstriction hypoxique sans angio-oblitération des petits vaisseaux pulmonaires6. En outre, la condition d’hypoxie est réversible. Ainsi, le modèle de l’hypoxie n’est également pas suffisant pour produire des HAP sévère. Le modèle de lésion pulmonaire MCT provoquer une dysfonction endothéliale, mais les lésions vasculaires oblitérante complexes, trouvées chez l’homme avec le PAH primaire sévère ne se développent pas dans le rat2. En outre, chez les rats traités MCT ont tendance à mourir de la toxicité pulmonaire induite par le MCT, maladie veino-occlusive du foie et la myocardite plutôt que de PAH2. Enfin, la pneumonectomie seule ne suffit pas produire des lésions néointimale dans les petits vaisseaux pulmonaires dans un court laps de temps. Après la pneumonectomie, il y a élévation minimale dans la pression artérielle pulmonaire7. Chez l’homme, la pneumonectomie est bien tolérée lorsque le poumon controlatéral est saine7.
Toutefois, la procédure de pneumonectomie gauche associée à MCT ou Sugen est avantageuse car elle imite la circulation sanguine pulmonaire accrue et se traduit par remodelage vasculaire pulmonaire comparable aux HAP clinique sévère. La pneumonectomie est effectuée sur le poumon gauche, qui a seulement 1 lobe, plutôt que sur la droite, qui a quatre lobes. Si le poumon droit a été supprimé, l’animal serait incapable de compenser l’insuffisance respiratoire. Dans le modèle de la pneumonectomie-MCT, néointimale modèle de remodelage se développe dans plus de 90 % des assurés-animaux traités7. De même, la combinaison des résultats Sugen et pneumonectomie en HAP grave, caractérisée par des lésions vasculaires angio-oblitérante, prolifération, apoptose et RV dysfonction8. La procédure de pneumonectomie gauche est également avantageuse par rapport aux autres interventions chirurgicales pour induire des HAP. Précédemment décrits chez les rats pour augmenter le débit sanguin pulmonaire vers les poumons ultrarésistant le shunt aorto-caval ou anastomose de l’artère sous-clavière-pulmonaire. Ces modèles sont extrêmement compliqués7,9,10,11. Pour effectuer un shunt aorto-caval, abdomen de l’animal doit être ouvert. Le shunt est placé dans l’aorte abdominale, ce qui augmente le flux sanguin vers les organes abdominaux au lieu de juste les poumons, donc, Hap prend beaucoup plus de temps à développer. En outre, il est difficile de déterminer le débit sanguin à travers le shunt, alors qu’avec la pneumonectomie le sang couler à la doublette de poumon restant. L’anastomose de l’artère sous-clavière-pulmonaire a aussi beaucoup de complications. Le flux du sang artériel dans la veine peut mener à la thrombose de l’anastomose et saignements. Comme le shunt aorto-caval, il est difficile de déterminer la circulation sanguine par l’intermédiaire de l’anastomose. En outre, c’est une technique coûteuse et difficile qui nécessite des compétences chirurgicales vasculaires. La pneumonectomie gauche unilatérale double du débit sanguin et la contrainte de cisaillement dans le poumon controlatérale et, en combinaison avec MCT ou Sugen, provoque les constatations histopathologiques et hémodynamiques typiques des HAP qui est la cellule endothéliale dommages8, 12.
La nouveauté de ce manuscrit est présentée dans le protocole chirurgical très détaillé et complet de la pneumonectomie gauche chez des rats et à la discussion des défis techniques et physiologiques de ces modèles. Parce que ce protocole n’est pas disponible, de nombreux chercheurs croient que le modèle est trop difficile. Les enquêteurs qui ont exercé la pneumonectomie gauche ont été confrontés à une mortalité élevée et des taux de morbidité associées à la perte inutile d’animaux, compromettre l’évaluation scientifique. Au lieu de cela, beaucoup utilisera des modèles classiques telles que l’injection, l’hypoxie chronique ou juste la pneumonectomie MCT pour créer des HAP. Toutefois, ces modèles sont beaucoup moins efficaces que la combinaison de MCT ou Sugen avec la pneumonectomie gauche. L’objectif principal de cet article est de fournir le protocole chirurgical d’abord détaillé et reproductible pour la pneumonectomie unilatérale gauche chez le rat et fournir le meilleur modèle chirurgical de HAP. Combinant ce protocole pour pneumonectomie unilatérale gauche avec MCT ou SU5416 permettra aux chercheurs de créer un modèle beaucoup plus efficace et cliniquement pertinent de HAP sévère pour l’étude de la pathogenèse de cette maladie mortelle.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dans les poumons touchés par la PAH, prolifération vasculaire avec formation néointimale et l’oblitération des artères pulmonaires se traduire par modifications hémodynamiques graves, l’insuffisance ventriculaire droite et précoce mortalité7,8. Les modifications apportées aux parois des vaisseaux augmentent la résistance à la circulation sanguine, augmentant la pression artérielle et ventriculaire droite. Dans les premiers stades de la PAH, géné…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce manuscrit a été pris en charge par les NIH accorder des subventions 7R01 HL083078-10 de l’American Heart Association AHA-17SDG33370112 et de la National instituts de la santé NIH K01 HL135474 à Y.S. et des instituts nationaux de santé R01 HL133554 à L.H.
Materials
| Surgical Blade | Bard-Parker | 371215 | Incision |
| Forane (Isoflurane, USP) | Baxter | NDC 10019-360-40 | anesthesia |
| BD Angiocath 16 G | BD | 381157 | intubation tube, chest tube |
| BD 1 mL Insulin Syringe | BD | 329652 | administer buprinex post-operatively |
| Biogel Surgeons Surgical Gloves | Biogel | 30460-01 | sterile surgical gloves |
| Wahl BravMini+ Trimmer | Braintree Scientific | CLP-41590 P | shave surgical site |
| SU5416 | Cayman Chemical | 13342 | Sugen |
| Fiber Optic Illuminator | Cole-Parmer | EW-41723-02 | light for intubation |
| Surgipro II 4-0 Suture | Covidien | VP831X | Closing intercostal muscles |
| Polysorb 5-0 Suture | Covidien | GL-885 | Closing skin |
| Medium Slide Top Induction Chamber | DRE Veterinary | 12570 | oxygen & isoflurane delivery |
| DRE Compact 150 Rodent Anesthesia Machine | DRE Veterinary | 373 | oxygen & isoflurane delivery |
| Small Vessel Cauterizer Kit | Fine Science Tools | 18000-00 | cauterizer to minimize bleeding |
| VentElite Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus | 55-7040 | ventilator |
| MouseSTAT Jr | Kent Scientific | MSTAT-JR | pulse oximeter & heart rate monitor |
| Mouse Paw Pulse Oximeter Sensor | Kent Scientific | SPO2-MSE | pulse oximeter & heart rate paw sensor |
| PhysioSuite RightTemp | Kent Scientific | PS-02 | temperature pad |
| PVP Prep Solution | Medline | MDS093944 | Cleaning surgical site |
| Poly-lined Drape | Medline | NON21002Z | cover animal |
| 3 mL syringe | Medline | SYR103010 | administer fluids post-operatively |
| Microsurgical Kits, Integra | Miltex | 95042-540 | surgical tools: plain wire speculum, double-ended probe, McPherson-Vannas Iris scissors straight, straight iris scissors |
| Hemostatic forceps – Micro-Jacobson-Mosquito | Miltex | 17-2602 | mosquito |
| Buprenorphrine HCl 0.3 mg/mL | Par Pharmaceutical | NDC 42023-179-01 | Pain relief |
| Cooley-Mayo curved scissors | Pilling | 352090 | Large scissors |
| Gerald Tissue forceps | Pilling | 351900 | forceps |
| Wangesnsteen Tissue Forceps | Pilling | 342929 | atraumatic forceps |
| Pilling Thin Vascular Needle Holder | Pilling | 354962DG | needle holder |
| Crotaline | Sigma-Aldrich | C2401-1G | MCT |
| Surflash 20 G IV Catheter | Terumo | SR*FF2051 | For pressure reading during organ harvest |
| ADVantage PV System with 1.2 Fr Catheter | Transonic Inc | ADV500 | Record pulmonary artery and right ventricle pressure |
| Medium Hemoclip | Weck | 523700 | ligate vessels |
| Open Ligating Clip Applicator; Medium, curved | Weck Horizon | 237081 | hemoclip applicator |
| Surgical Microscope | Zeiss OPMI MD | 1808 | magnification |
References
- Leopold, J., Maron, B. Molecular Mechanisms of Pulmonary Vascular Remodeling in Pulmonary Arterial Hypertension. International Journal of Molecular Sciences. 17 (5), 761 (2016).
- Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 302 (4), L363-L369 (2012).
- van Albada, M. E., et al. The role of increased pulmonary blood flow in pulmonary arterial hypertension. European Respiratory Journal. 26 (3), 487-493 (2005).
- Dickinson, M. G., Bartelds, B., Borgdorff, M. A. J., Berger, R. M. F. The role of disturbed blood flow in the development of pulmonary arterial hypertension: lessons from preclinical animal models. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 305 (1), L1-L14 (2013).
- Stenmark, K. R., Meyrick, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 297 (6), L1013-L1032 (2009).
- Cahill, E., et al. The pathophysiological basis of chronic hypoxic pulmonary hypertension in the mouse: vasoconstrictor and structural mechanisms contribute equally. Experimental Physiology. 97 (6), 796-806 (2012).
- Okada, K., et al. Pulmonary hemodynamics modify the rat pulmonary artery response to injury. A neointimal model of pulmonary hypertension. American Journal of Pathology. 151 (4), 1019-1025 (1997).
- Happé, C. M., et al. Pneumonectomy combined with SU5416 induces severe pulmonary hypertension in rats. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (11), L1088-L1097 (2016).
- Tanaka, Y., Schuster, D. P., Davis, E. C., Patterson, G. A., Botney, M. D. The role of vascular injury and hemodynamics in rat pulmonary artery remodeling. Journal of Clinical Investigation. 98 (2), 434-442 (1996).
- Nishimura, T., Faul, J. L., Berry, G. J., Kao, P. N., Pearl, R. G. Effect of a surgical aortocaval fistula on monocrotaline-induced pulmonary hypertension. Critical Care Medicine. 31 (4), 1213-1218 (2003).
- Linardi, D., et al. Ventricular and pulmonary vascular remodeling induced by pulmonary overflow in a chronic model of pretricuspid shunt. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 148 (6), 2609-2617 (2014).
- White, R. J., et al. Plexiform-like lesions and increased tissue factor expression in a rat model of severe pulmonary arterial hypertension. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 293 (3), L583-L590 (2007).
- Samson, N., Paulin, R. Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (3), 572-587 (2017).
