Summary

成体マウスの解離と再生:哺乳類のブラステマ形成と腸内形成を調べるための簡単なモデル

Published: July 12, 2019
doi:

Summary

ここでは、哺乳類のブラセマ形成と内皮形成を調べ、蛍光免疫組織化学と順次生体内マイクロコンピュータ断層撮影により分析した成体マウス末端ファランクス切断のプロトコルを提示する。

Abstract

ここでは、成体マウス遠位末端ファランクス(P3)切断のプロトコルを提示し、皮炎形成とイントラメブラヌス系化を含むエピモーフィック再生の手続き的に単純で再現可能な哺乳類モデルを提示する。蛍光免疫組織化学および順次生体内マイクロコンピュータ断層撮影(μCT)。哺乳類の再生は、末端ファランクス(P3)の遠位領域を伝える切断に限定される。より近位レベルで切断された数字は、再生に失敗し、線維性治癒および瘢痕形成を受ける。再生応答は、増殖性芽細胞の形成によって媒介され、続いて骨の骨再生を経て、切断された骨格の長さを回復させる。P3切断は、哺乳類のエピモーフィック再生を調査する前臨床モデルであり、線維性治癒を正常な再生応答に置き換える治療戦略の設計のための強力なツールである。我々のプロトコルは、蛍光免疫組織化学を使用して1)早期および後期のブラセマ細胞集団を同定し、2)再生の文脈における再血管化の研究、および3)複雑な骨を必要とせずに内膜骨化を調査する安定化デバイス。また、生体内μCTでシーケンシャルを用いて、切断後の形態変化を調べる高解像度画像を作成し、再生過程で同じ数字の体積と長さの変化を定量化することも実証しています。このプロトコルは、哺乳類におけるエピモーフィック応答と組織再生応答の両方を調査する上で大きな有用性を提供していると考えています。

Introduction

ヒトおよびマウスを含む哺乳動物は、末端ファランクス(P3)1、2、3の遠位切断後に自分の桁の先端を再生する能力を有する。マウスでは、再生応答は切断レベルに依存します。ますます近位桁切断は、P3爪マトリックス4、5、6に近接および近接切断で完全な再生障害が完全になるまで、徐々に減衰した再生応答を示す,7,8.P3再生は、ブラステマの形成によって媒介され、切断された構造9を再生するために形態形成を受ける増殖細胞の集団として定義される。切断によって失われた構造を再生するブラステマの形成は、エピモーフィック再生と呼ぶプロセスで、傷害後の従来の組織修復から多組織レベルのP3再生応答を区別する6、 10.P3再生は、創傷治癒11、12、骨の有面性を含む複雑な再生プロセスを調査するための再現性と手続き的に単純なモデルです 11,12,血管化13、末梢神経再生14、および骨へのブラステマル変換は、内膜神経化15を介して行う。

免疫組織化学を用いたこれまでの研究では、ブラステマが不均一、血管、低酸素、および高増殖性11、13、15、16であることが実証されている。遠位P3切断に続いて、初期の芽細胞は、最初にP3骨膜および内皮に関連し、骨表面15に隣接する堅牢な増殖および新生骨形成によって特徴付けされる。骨の劣化と創傷の閉鎖に続いて、異種芽細胞は、骨膜細胞とエンドストール関連細胞の結合によって形成され、続いて骨を含むブラステマル成分の分化が起こる。15.

傷害に対する骨修復は、典型的には、内軟骨骨化によって、すなわち、その後の骨形成17、18のためのテンプレートを形成する初期軟骨カルスを介して起こる。長い骨内皮形成、すなわち、軟骨中間体を持たない骨形成は、一般的に複雑な気晴らし装置または外科的固定を用いて誘導される19、20である。数字の再生応答は、従来のトラメランブラス系化モデルに対する利点を提供する前臨床モデルである:1)内皮骨化を刺激するために外部または内部固定後損傷を必要としない、2)それは各動物から4桁の数字を用いて行い、動物の使用を最小限に抑えながらサンプルを最大化し、3)生体内マイクロコンピュータ断層撮影(μCT)解析を容易かつ迅速に行うことができる。

本研究では、再生可能で堅牢な再生応答を達成するために標準化されたP3切断面を示す。さらに、我々は、視芽細胞の形成、再生のコンテキストでの再血管化、および皮骨内形成による骨へのブラステマル変換を可視化するためにパラフィンセクションを使用して最適化された蛍光免疫組織化学プロトコルを実証する。骨化。また、順次生体内μCTを用いて、再生過程における骨形態、体積、長さの変化を同じ桁で同定する方法も示す。このプロトコルの目的は、切断後の哺乳類の芽細胞形成を調査し、イントラメブラヌス骨再生の研究のために、生体内μCTにおける蛍光免疫組織化学および順次2つの技術を実証することである。

Protocol

すべての動物の使用と技術は、テキサスA&M大学の機関動物ケアおよび使用委員会の標準的な操作手順に準拠していました. 1. アダルトマウス後肢遠位P3切断 酸素中のイソルランガスを用いて8~12週齢のCD-1マウス(材料表)を麻酔する。最初はチャンバー内で3%で麻酔を行い、続いて手術期間中にノセコーンによって供給される2%のイソファルランが続く。?…

Representative Results

6/7 DPA(図2A-D)、9DPA(図2E-H)、および10 DPA(図2I-L)でP3桁を再生する成体マウスは、Runx2、OSX、およびPCNAに対する抗体を用いて免疫染色し、骨内骨を可視化した。再生し、CXCR4およびvWFに対する抗体で免疫染色し、ブラステマ形成を可視化する。切断前および再生過程における様々な時点でスキ?…

Discussion

このプロトコルは、成体マウス遠位P3切断の標準化された手順、蛍光免疫組織化学染色を視覚化し、ブラステマ形成および内膜神経化を調査し、シーケンシャルインビボμCTスキャンを記述する。切断後の骨形態、体積、および長さの変化を識別する。P3切断は、ブラセマ形成を引き起こす再生創傷環境を分析するユニークで手続き的にシンプルで再現可能なモデルです。さらに、P3の数字モデ…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

宗岡研究室とテキサスゲノム医学研究所(TIGM)のメンバーに感謝します。この研究はテキサスA&M大学の支援を受けました。

Materials

Protein Block Serum Free DAKO X0909 Ready to use
Mouse anti-PCNA antibody Abcam ab29 1:2000 dilution
Rat anti-CXCR4 antibody R&D Systems MAB21651 1:500 dilution
Rabbit anti-human vWF XIII antibody DAKO A0082 1:800 dilution
Rabbit anti-osterix, SP7 antibody Abcam ab22552 1:400 dilution
Rabbit anti-Runx2 antibody Sigma-Aldrich Co. HPA022040 1:250 dilution
Alexa Fluor 647-conjugated goat anti-mouse IgG (H+L) Invitrogen A21235 1:500 dilution
Alexa Fluor 488-conjugated goat anti-rabbit IgG (H+L) Invitrogen A11008 1:500 dilution
Alexa Fluor 568-conjugated goat anti-rat IgG (H+L) Invitrogen A11077 1:500 dilution
Prolong Gold antifade reagent Invitrogen P36930 Ready to use
Surgipath Decalicifier 1 Leica Biosystems 3800400 Ready to use
Z-Fix, Aqueous buffered zinc formalin fixative Anatech LTD 174 Ready to use
CD-1 Female Mouse Envigo ICR(CD-1) 8-12-weeks-old
vivaCT 40 SCANCO Medical

References

  1. Douglas, B. S. Conservative management of guillotine amputation of the finger in children. Australian Paediatric Journal. 8, 86-89 (1972).
  2. Illingworth, C. M. Trapped fingers and amputated finger tips in children. Journal of Pediatric Surgery. 9, 853-858 (1974).
  3. Borgens, R. B. Mice regrow the tips of their foretoes. Science. 217, 747-750 (1982).
  4. Neufeld, D. A., Zhao, W. Phalangeal regrowth in rodents: postamputational bone regrowth depends upon the level of amputation. Progress in Clinical and Biological Research. 383a, 243-252 (1993).
  5. Han, M., Yang, X., Lee, J., Allan, C. H., Muneoka, K. Development and regeneration of the neonatal digit tip in mice. 발생학. 315, 125-135 (2008).
  6. Takeo, M., et al. Wnt activation in nail epithelium couples nail growth to digit regeneration. Nature. 499, 228-232 (2013).
  7. Chamberlain, C. S., et al. Level-specific amputations and resulting regenerative outcomes in the mouse distal phalanx. Wound repair and Regeneration: Official Publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 25, 443-453 (2017).
  8. Dawson, L. A., et al. Analogous cellular contribution and healing mechanisms following digit amputation and phalangeal fracture in mice. Regeneration. 3, 39-51 (2016).
  9. Seifert, A. W., Muneoka, K. The blastema and epimorphic regeneration in mammals. 발생학. 433, 190-199 (2018).
  10. Carlson, B. M. . Principles of Regenerative Biology. , (2007).
  11. Fernando, W. A., et al. Wound healing and blastema formation in regenerating digit tips of adult mice. 발생학. 350, 301-310 (2011).
  12. Simkin, J., et al. Epidermal closure regulates histolysis during mammalian (Mus) digit regeneration. Regeneration. 2, 106-119 (2015).
  13. Yu, L., et al. Angiogenesis is inhibitory for mammalian digit regeneration. Regeneration. 1, 33-46 (2014).
  14. Dolan, C. P., et al. Axonal regrowth is impaired during digit tip regeneration in mice. 발생학. 445, 237-244 (2018).
  15. Dawson, L. A., et al. Blastema formation and periosteal ossification in the regenerating adult mouse digit. Wound Repair and Regeneration: Official Publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 26, 263-273 (2018).
  16. Sammarco, M. C., et al. Endogenous bone regeneration is dependent upon a dynamic oxygen event. Journal of Bone and Mineral Research: The Official Journal of the American Society for Bone and Mineral Research. 29, 2336-2345 (2014).
  17. Einhorn, T. A. The science of fracture healing. Journal of Orthopaedic Trauma. 19, S4-S6 (2005).
  18. Shapiro, F. Bone development and its relation to fracture repair. The role of mesenchymal osteoblasts and surface osteoblasts. European Cells & Materials. 15, 53-76 (2008).
  19. Ilizarov, G. A. The tension-stress effect on the genesis and growth of tissues. Part I. The influence of stability of fixation and soft-tissue preservation. Clinical Orthopaedics And Related Research. (238), 249-281 (1989).
  20. Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. A model for intramembranous ossification during fracture healing. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 20, 1091-1098 (2002).
  21. Dolan, C. P., Dawson, L. A., Muneoka, K. Digit Tip Regeneration: Merging Regeneration Biology with Regenerative Medicine. Stem Cells Translational Medicine. 7, 262-270 (2018).
  22. Lee, J., et al. SDF-1alpha/CXCR4 signaling mediates digit tip regeneration promoted by BMP-2. 발생학. 382, 98-109 (2013).
  23. Doube, M., et al. BoneJ: Free and extensible bone image analysis in ImageJ. Bone. 47, 1076-1079 (2010).
check_url/kr/59749?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Dawson, L. A., Brunauer, R., Zimmel, K. N., Qureshi, O., Falck, A. R., Kim, P., Dolan, C. P., Yu, L., Lin, Y., Daniel, B., Yan, M., Muneoka, K. Adult Mouse Digit Amputation and Regeneration: A Simple Model to Investigate Mammalian Blastema Formation and Intramembranous Ossification. J. Vis. Exp. (149), e59749, doi:10.3791/59749 (2019).

View Video