Summary

クロストリジオイド・ディフィシルの幼虫ゼブラフィッシュ感染モデルの開発

Published: February 14, 2020
doi:

Summary

ここで提示された、ゼブラフィッシュ幼虫を蛍光標識された嫌気性C.ディフィシルでマイクロインジェクションおよび非侵襲的なマイクロガベージによって感染させる安全で効果的な方法です。

Abstract

クロストリジオイド・ディフィシル感染(CDI)は、米国で最も一般的な医療関連胃腸感染症の1つと考えられている。C.ディフィシルに対する自然免疫応答は説明されているが、CDIにおける好中球およびマクロファージの正確な役割はあまり理解されていない。現在の研究では、Danio rerio(ゼブラフィッシュ)幼虫は、生体内でこれらの自然免疫細胞の行動と協力をイメージングするためのC.ディフィシル感染モデルを確立するために使用されています。C.ディフィシルを監視するために、蛍光色素を用いた標識プロトコルが確立されている。局在感染は、ゼブラフィッシュ腸管内で活発に増殖し、CDIの腸上皮損傷を模倣するC.ディフィシルとラベル付けされたマイクロインジェクトによって達成される。しかし、この直接感染プロトコルは侵襲的であり、顕微鏡的創傷を引き起こし、実験結果に影響を与える可能性がある。したがって、より非侵襲的なマイクロガブジプロトコルがここで説明される。この方法は、開口を通して挿管することによってゼブラフィッシュ幼虫の腸に直接C.ディフィシル細胞を送達することを含む。この感染方法は、C.ディフィシルの自然感染経路を密接に模倣する。

Introduction

C.ディフィシルは、グラム陽性、胞子形成、嫌気性、および胃腸管1における重篤な感染症の主な原因である毒素産生菌である。CDIの典型的な症状は、下痢、腹痛、および致命的な偽膜性大腸炎を含み、死に至ることがある1,2.証拠は、ホスト免疫応答がこの疾患の進行と結果の両方で重要な役割を果たしていることを示しています3.免疫応答に加えて、 CDI4の発症および病因のためには、固有の腸内微生物叢が重要である。過去10年間で、C.ディフィシル(BI/NAP1/027)5、6の超低温株の出現により、CDIの症例数と死亡率の両方が有意に増加した。CDI中の基礎となる免疫メカニズムと微生物叢の役割をよりよく理解することは、新しい治療の発展と進歩につながり、この流行のより良い制御を可能にします。

ハムスターやマウスなどのいくつかの動物モデルは、C.ディフィシル7、8に対する免疫防御への洞察を提供するために開発されています。しかし、自然免疫細胞の役割は、特に自然免疫細胞の挙動が主に組織学的分析または培養細胞に由来するので、まだまだ十分に理解されていない。従って、生きている脊椎動物の内部のC.ディフィシルに対する自然免疫応答を明らかにする透明ゼブラフィッシュモデルを確立することは、そのような研究を促進する。ゼブラフィッシュ幼虫は機能的な自然免疫系を有するが、受精後4〜6週間まで適応免疫系を欠いている 9 .このユニークな特徴により、ゼブラフィッシュ幼虫はCDIの自然免疫細胞の単離された応答と機能を研究するための優れたモデルになります。

このレポートでは、ゼブラフィッシュ幼虫を用いて、マクロファージや好中球などのC.ディフィシル細胞と自然免疫細胞との相互作用を研究する新しい方法について説明します。まず、C.ディフィシル接種と染色を含む局在マイクロインジェクションプロトコルが提示される。in vivo共焦点タイムラプスイメージングを用いて、感染部位に対する好中球およびマクロファージの応答が記録され、好中球およびマクロファージによる細菌の貪食が観察される。しかし、注射自体が組織損傷を引き起こし、細菌10とは無関係に白血球の募集につながることが報告されている。したがって、ゼブラフィッシュ幼虫の腸内にC.ディフィシルを送達する非侵襲的なマイクロガベージプロトコルが続いて記載されている。これまでの研究では、先住民族の胃腸微生物叢がC.ディフィシル11の植民地化に対して宿主を保護することが実証されている。したがって、グノトビオティックゼブラフィッシュ幼虫はまた、感染しているゼブラフィッシュを素因にするために使用される12。その後、腸切除術が行われ、生存可能なC.ディフィシルを回復し、ゼブラフィッシュ腸管内での存在期間を検証する。

Protocol

ここで説明したすべての動物の作業は、法的規制に従って行われました(EU指令2010/63、ライセンスAZ 325.1.53/56.1-TUBS、ライセンスAZ 33.9-42502-04-14/1418)。 1. 低融解アガロース、ゲルプレート、マイクロインジェクション/マイクロガバジ針の調製 0.08 gの低融解アガロース(材料表、アガロースA2576)を30%ダニオー培地(0.12 mM MgSO 4,0.18 mM Ca [NO3]2)の1…

Representative Results

C.ディフィシルは厳密に嫌気性であるが、蛍光タンパク質の発クロモフォアは通常、成熟するために酸素を必要とする。この問題を克服するために、蛍光色素を使用して、活発に増殖していたC.ディフィシル細胞を染色した(リボタイプ027株のR20291;図 1A)。Gal4/UASシステムを使用して、mpeg1.1またはlyZプロモーターがマクロファージお?…

Discussion

提示された方法は、注射およびマイクロガベージ10、14の両方を行うことによってゼブラフィッシュ幼虫に感染する既存のアプローチ改変および拡張する。また、ゼブラフィッシュ幼虫22で嫌気性病原体を研究するアプローチを示しています。さらに、このプロトコルは、CDIおよびゼブラフィッシュにおけるC.ディフィシル

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

私たちは、優れた動物のケアのためにティモフリッチに感謝しています。私たちは、Kösterとシュタイナートの研究室のメンバーがサポートと有益な議論に感謝します。原稿を批判的に読んでくださったダンダン・ハン博士に感謝します。我々は、ニーダーザクセン州ニーダーザクセン州、ニーデルザクシッシェス・ヴォラブ(VWZN2889)による資金提供に感謝します。

Materials

Agarose Sigma-Aldrich A2576 Ultra-low gelling agarose
Agarose low-melting (LM) Pronadisa 8050 It is used in agarose plates
BacLight Red Bacterial Stain Thermo Fisher Scientific B35001 Fluorescent dye
Brain-Heart-Infusion Broth Carl Roth GmbH X916.1
Brass (wild-type) deficient in melanin synthesis, used to generate stable transgenic lines
Calcium nitrate (Ca(NO3)2) Sigma-Aldrich C1396
Capillary Glass Harvard Apparatus 30-0019 Injection needles
Clostridioides difficile R20291,, a ribotype 027 strain, TcdA+/TcdB+/CDT+ production
DMSO Carl Roth GmbH A994
FIJI open-source platform Image processing
HEPES Carl Roth GmbH 6763
Horizontal needle puller Sutter instrument Inc P-87
L-cysteine Sigma-Aldrich 168149
Leica Application Suite X (LAS X) Leica Image processing
Magnesium sulfate (MgSO4) Carl Roth GmbH P026
Micro injector eppendorf 5253000017
Microinjection molds Adaptive Science Tools TU1
Leica SP8 confocal microscope Leica
Phenol Red Sigma-Aldrich P0290
Potassium chloride (KCl) Carl Roth GmbH 5346
Sodium chloride (NaCl) Carl Roth GmbH 9265
Taurocholate Carl Roth GmbH 8149
Tg(lyZ: KalTA4)bz17/Tg(4xUAS-E1b:EGFP)hzm3 stable transgenic line in which in which the lyZ promoters drive the expression of EGFP fluorescent protein in neutrophils
Tg(mpeg1.1: KalTA4)bz16/Tg(4xUAS-E1b:EGFP)hzm3 stable transgenic line in which in which the mpeg1.1 drive the expression of EGFP fluorescent protein in macrophages
Tricaine Sigma-Aldrich E10521
Yeast extract BD Bacto 212750

References

  1. Rupnik, M., Wilcox, M. H., Gerding, D. N. Clostridium difficile infection: new developments in epidemiology and pathogenesis. Nature Reviews Microbiology. 7, 526-536 (2009).
  2. Yang, Z., et al. Mechanisms of protection against Clostridium difficile infection by the monoclonal antitoxin antibodies actoxumab and bezlotoxumab. Infection and Immunity. 83, 822-831 (2015).
  3. Kelly, C. P., Kyne, L. The host immune response to Clostridium difficile. Journal of Medical Microbiology. 60, 1070-1079 (2011).
  4. Britton, R. A., Young, V. B. Interaction between the intestinal microbiota and host in Clostridium difficile colonization resistance. Trends in Microbiology. 20, 313-319 (2012).
  5. Goorhuis, A., et al. Emergence of Clostridium difficile Infection Due to a New Hypervirulent Strain, Polymerase Chain Reaction Ribotype 078. Clinical Infectious Diseases. 47, 1162-1170 (2008).
  6. Pépin, J., et al. Emergence of fluoroquinolones as the predominant risk factor for Clostridium difficile-associated diarrhea: a cohort study during an epidemic in Quebec. Clinical Infectious Diseases. 41, 1254-1260 (2005).
  7. Merrigan, M. M., Sambol, S. P., Johnson, S., Gerding, D. N. Prevention of Fatal Clostridium difficile -Associated Disease during Continuous Administration of Clindamycin in Hamsters. The Journal of Infectious Diseases. 188, 1922-1927 (2003).
  8. Chen, X., et al. A Mouse Model of Clostridium difficile-Associated Disease. Gastroenterology. 135, 1984-1992 (2008).
  9. Page, D. M., et al. An evolutionarily conserved program of B-cell development and activation in zebrafish. Blood. 122, 1-12 (2014).
  10. Benard, E. L., et al. Infection of Zebrafish Embryos with Intracellular Bacterial Pathogens. Journal of Visualized Experiments. (61), e3781 (2012).
  11. Theriot, C. M., Young, V. B. Interactions Between the Gastrointestinal Microbiome and Clostridium difficile. Annual Review of Microbiology. 69, 445-461 (2015).
  12. Pham, L. N., Kanther, M., Semova, I., Rawls, J. F. Methods for generating and colonizing gnotobiotic zebrafish. Nature Protocols. 3, 1862-1875 (2008).
  13. Ransom, E. M., Ellermeier, C. D., Weiss, D. S. Use of mCherry red fluorescent protein for studies of protein localization and gene expression in Clostridium difficile. Applied and Environmental Microbiology. 81 (5), 1652-1660 (2015).
  14. Cocchiaro, J. L., Rawls, J. F. Microgavage of Zebrafish Larvae. Journal of Visualized Experiments. (72), e4434 (2013).
  15. Chen, X., et al. A Mouse Model of Clostridium difficile-Associated Disease. Gastroenterology. 135 (6), 1984-1992 (2008).
  16. Hutton, M. L., Mackin, K. E., Chakravorty, A., Lyras, D. Small animal models for the study of Clostridium difficile disease pathogenesis. FEMS Microbiology Letters. 352, 140-149 (2014).
  17. Brugman, S. The zebrafish as a model to study intestinal inflammation. Developmental & Comparative Immunology. 64, 82-92 (2016).
  18. Goulding, D., et al. Distinctive profiles of infection and pathology in hamsters infected with Clostridium difficile strains 630 and B1. Infection and Immunity. 77, 5478-5485 (2009).
  19. Toh, M. C., et al. Colonizing the Embryonic Zebrafish Gut with Anaerobic Bacteria Derived from the Human Gastrointestinal Tract. Zebrafish. 10, 194-198 (2013).
  20. Bloemberg, G. V., et al. Comparison of static immersion and intravenous injection systems for exposure of zebrafish embryos to the natural pathogen Edwardsiella tarda. BMC Immunology. 12, 58 (2011).
  21. Díaz-Pascual, F., Ortíz-Severín, J., Varas, M. A., Allende, M. L., Chávez, F. P. In vivo host-pathogen interaction as revealed by global proteomic profiling of zebrafish larvae. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 7, 1-11 (2017).
  22. Valenzuela, M. J., et al. Evaluating the capacity of human gut microorganisms to colonize the zebrafish larvae (Danio rerio). Frontiers in Microbiology. 9, (2018).
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Cite This Article
Li, J., Ünal, C. M., Namikawa, K., Steinert, M., Köster, R. W. Development of a Larval Zebrafish Infection Model for Clostridioides difficile. J. Vis. Exp. (156), e60793, doi:10.3791/60793 (2020).

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