Summary

Génération de conditions environnementales dynamiques à l’aide d’un dispositif microfluidique à haut débit

Published: April 17, 2021
doi:

Summary

Nous présentons un système microfluidique pour les études à haut débit sur les machines de vie complexes, qui se compose de 1500 unités de culture, une gamme de pompes périsaltiques améliorées et un module de mélange sur place. La puce microfluidique permet d’analyser in vivo les conditions micro-environnementales très complexes et dynamiques.

Abstract

Imiter les conditions environnementales in vivo est crucial pour les études in vitro sur les machines de vie complexes. Cependant, les techniques actuelles ciblant les cellules et les organes vivants sont soit très coûteuses, comme la robotique, soit manquent de volume de nanolitres et de précision milliseconde dans la manipulation liquide. Nous présentons ici la conception et la fabrication d’un système microfluidique, qui se compose de 1500 unités de culture, d’une gamme de pompes périsaltiques améliorées et d’un module de mélange sur place. Pour démontrer les capacités du dispositif microfluidique, les sphères des cellules souches neurales (NSC) sont maintenues dans le système proposé. Nous avons observé que lorsque la sphère de la CSN est exposée au CXCL au jour 1 et au FEM au jour 2, la conformation en forme ronde est bien maintenue. La variation de l’ordre d’entrée de 6 médicaments entraîne des changements morphologiques dans la sphère de la CSN et le marqueur représentatif du niveau d’expression de la stemness NSC (c.-à-d. Hes5 et Dcx). Ces résultats indiquent que les conditions environnementales dynamiques et complexes ont de grands effets sur la différenciation et l’auto-renouvellement de la CSN, et le dispositif microfluidique proposé est une plate-forme appropriée pour les études à haut débit sur les machines de vie complexes.

Introduction

Les techniques à haut débit sont cruciales pour les études biomédicales et cliniques. En effectuant parallèlement des millions de tests chimiques, génétiques ou cellulaires vivants et organoïdes, les chercheurs peuvent rapidement identifier les gènes qui modulent une voie biomoléculaire et personnaliser l’apport séquentiel de médicaments en fonction de ses besoins spécifiques. La robotique1 et les puces microfluidiques en combinaison avec un programme de contrôle des périphériques permettent d’automatiser des procédures expérimentales complexes, couvrant la manipulation des cellules et des tissus, la manipulation liquide, l’imagerie et le traitement/contrôledes données 2,3. Par conséquent, des centaines et des milliers de conditions expérimentales peuvent être maintenues sur une seule puce, selon le débitdésiré 4,5.

Dans ce protocole, nous avons décrit la procédure de conception et de fabrication d’un dispositif microfluidique, qui se compose de 1500 unités de culture, d’un éventail de pompes périsaltiques améliorées et de modules de mélange sur place. La chambre de culture cellulaire à 2 niveaux empêche le cisaillement inutile pendant l’échange moyen, ce qui assure un environnement culturel intact pour l’imagerie cellulaire vivante à long terme. Les études démontrent que le dispositif microfluidique proposé est une plate-forme appropriée pour des études à haut débit sur les machines de vie complexes. En outre, les caractéristiques avancées de la puce microfluidique permettent la reconstitution automatisée de conditions microenvironnementales très complexes et dynamiques in vivo, comme les cytokines et ligands toujours changeantes compositions6,7 , dontl’achèvementprend des mois pour les plates-formes conventionnelles comme la plaque de 96 puits.

Protocol

1. Conception de puces microfluidiques Concevoir le multiplexeur microfluidique composé de 18 entrées, chacune d’entre elle est contrôlée par une valve individuelle et une pompe périssaltique. Pour augmenter le volume liquide entraîné par le cycle de pompage, que la pompe périssaliste soit composée de 3 canaux de commande, qui ont été délibérément élargis à 200 μm, et de 10 lignes d’écoulement connectées. Concevez la chambre de culture sans cisaillement. La réplication de l’u…

Representative Results

La pompe périssaltique conventionnelle sur puce a d’abord été décrite par Stephen Quake en 2000, en utilisant laquelle la péristalsis a été actionnée par le modèle 101, 100, 110, 010, 011, 001 8,10. Les nombres 0 et 1 indiquent « ouvert » et « proche » des 3 lignes de commande horizontales. Des études utilisant plus de 3 valves (p. ex., cinq) ont également été rapportées11. Même si la pompe périssaltique composée de …

Discussion

Divers dispositifs microfluidiques ont été développés pour effectuer des expériences multiplexées etcomplexes 17,18,19,20. Par exemple, les microwells faits d’un éventail de cavités topologiques peuvent piéger des cellules individuelles sans l’utilisation de la force externe, montrant des caractères avantageux comprenant la petite taille d’échantillon, la parallélisation, le c…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs reconnaissent le soutien technique de Zhifeng Cheng de Chansn Instrument (China) LTD. Ces travaux ont été soutenus par des subventions (National Natural Science Foundation of China,51927804).

Materials

2713 Loker Avenue West Torrey pines scientific
AZ-50X AZ Electronic Materials, Luxembourg
Chlorotrimethylsilane(TMCS) 92360-25mL Sigma
CO2 Incubator HP151 Heal Force
Desktop Hole Puncher for PDMS chips WH-CF-14 Suzhou Wenhao Microfluidic Technology Co., Ltd.
DMEM(L-glutamine, High Glucose, henol Red) Invitrogen
Electronic Balance UTP-313 Max:600g, e:0.1g, d:0.01g Shanghai Hochoice Apparatus Manufacturer Co.,LTD.
FBS Sigma
Fibronection 0.25 mg/mL Millipore, Austria
Glutamax 100x Gibco
Heating Incubator BGG-9240A Shanghai bluepard instruments Co.,Ltd.
Nikon Model Eclipse Ti2-E Nikon
Pen/Strep 10 Units/mL Penicillin 10 ug/mL Streptomycin Invitrogen
Plasma cleaner PDC-002 Harrick Plasma
polydimethylsiloxane(PDMS) Momentive
polylysine 0.01% Sigma
Spin coater ARE-310 Awatori Rentaro
Spin coater TDZ5-WS Cence
Spin coater WH-SC-01 Suzhou Wenhao Microfluidic Technology Co., Ltd.
SU-8 3025 MicroChem, Westborough, MA, USA
SU-8 3075 MicroChem, Westborough, MA, USA

References

  1. Michael, S., et al. A robotic platform for quantitative high-throughput screening. Assay and Drug Development Technologies. 6 (5), 637-657 (2008).
  2. Kim, S. J., Lai, D., Park, J. Y., Yokokawa, R., Takayama, S. Microfluidic automation using elastomeric valves and droplets: reducing reliance on external controllers. Small. 8 (19), 2925-2934 (2012).
  3. Melin, J., Quake, S. R. Microfluidic large-scale integration: the evolution of design rules for biological automation. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. 36, 213-231 (2007).
  4. Tsui, J. H., Lee, W., Pun, S. H., Kim, J., Kim, D. H. Microfluidics-assisted in vitro drug screening and carrier production. Advanced Drug Delivery Reviews. 65 (11-12), 1575-1588 (2013).
  5. Junkin, M., et al. High-content quantification of single-cell immune dynamics. Cell Reports. 15 (2), 411-422 (2016).
  6. Obernier, K., Alvarez-Buylla, A. Neural stem cells: origin, heterogeneity and regulation in the adult mammalian brain. Development. 146 (4), (2019).
  7. Kageyama, R., Shimojo, H., Ohtsuka, T. Dynamic control of neural stem cells by bHLH factors. Neuroscience Research. 138, 12-18 (2019).
  8. Unger, M. A., Chou, H. P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. Monolithic microfabricated valves and pumps by multilayer soft lithography. Science. 288 (5463), 113-116 (2000).
  9. Zhang, C., et al. Ultra-multiplexed analysis of single-cell dynamics reveals logic rules in differentiation. Science Advances. 5 (4), (2019).
  10. Quake, S. R., Scherer, A. From micro-to nanofabrication with soft materials. Science. 290 (5496), 1536-1540 (2000).
  11. Okandan, M., Galambos, P., Mani, S. S., Jakubczak, J. F. Development of surface micromachining technologies for microfluidics and BioMEMS. Microfluidics and BioMEMS. 4560, 133-139 (2001).
  12. Freshney, R. I. . Culture of Animal Cells: A Manual of Basic Technique and Specialized Applications, Sixth Edition. , (1983).
  13. Niu, W., et al. SOX2 reprograms resident astrocytes into neural progenitors in the adult brain. Stem Cell Reports. 4 (5), 780-794 (2015).
  14. Sarkar, D. K., et al. Cyclic adenosine monophosphate differentiated β-endorphin neurons promote immune function and prevent prostate cancer growth. Proceedings of the National Academy of Sciences. 105 (26), 9105-9110 (2008).
  15. Watanabe, J., et al. Pituitary adenylate cyclase-activating polypeptide-induced differentiation of embryonic neural stem cells into astrocytes is mediated via the β isoform of protein kinase. C. Journal of Neuroscience Research. 84 (8), 1645-1655 (2006).
  16. Watanabe, J., et al. Involvement of protein kinase C in the PACAP-induced differentiation of neural stem cells into astrocytes. Annals of the New York Academy of Sciences. 1070 (1), 597-601 (2006).
  17. Thorsen, T., Maerkl, S. J., Quake, S. R. Microfluidic large-scale integration. Science. 298 (5593), 580-584 (2002).
  18. Khademhosseini, A., et al. Cell docking inside microwells within reversibly sealed microfluidic channels for fabricating multiphenotype cell arrays. Lab on a Chip. 5 (12), 1380-1386 (2005).
  19. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Whitesides, G. M. Three-dimensional microfluidic devices fabricated in layered paper and tape. Proceedings of the National Academy of Sciences. 105 (50), 19606-19611 (2008).
  20. Zhang, Y., et al. DNA methylation analysis on a droplet-in-oil PCR array. Lab on a Chip. 9 (8), 1059-1064 (2009).
  21. Huang, N. T., Hwong, Y. J., Lai, R. L. A microfluidic microwell device for immunomagnetic single-cell trapping. Microfluidics and Nanofluidics. 22 (2), 16 (2018).
  22. Galler, K., Bräutigam, K., Große, C., Popp, J., Neugebauer, U. Making a big thing of a small cell-recent advances in single cell analysis. Analyst. 139 (6), 1237-1273 (2014).
  23. Grünberger, A., Wiechert, W., Kohlheyer, D. Single-cell microfluidics: opportunity for bioprocess development. Current Opinion in Biotechnology. 29, 15-23 (2014).
  24. Lin, H., Mei, N., Manjanatha, M. G. In vitro comet assay for testing genotoxicity of chemicals. Optimization in Drug Discovery. , 517-536 (2014).
  25. Bai, H., et al. Efficient water collection on integrative bioinspired surfaces with star-shaped wettability patterns. Advanced Materials. 26 (29), 5025-5030 (2014).
  26. Zhao, J., Chen, S. Following or against topographic wettability gradient: movements of droplets on a micropatterned surface. Langmuir. 33 (21), 5328-5335 (2017).
  27. Theberge, A. B., et al. Microfluidic platform for combinatorial synthesis in picolitre droplets. Lab on a Chip. 12 (7), 1320-1326 (2012).
  28. Zhang, L., et al. Fabrication of ceramic microspheres by diffusion-induced sol-gel reaction in double emulsions. ACS Applied Materials & Interfaces. 5 (22), 11489-11493 (2013).
  29. Moerman, R., et al. Quantitative analysis in nanoliter wells by prefilling of wells using electrospray deposition followed by sample introduction with a coverslip method. Analytical Chemistry. 77 (1), 225-231 (2005).
  30. Zhou, X., Lau, L., Lam, W. W. L., Au, S. W. N., Zheng, B. Nanoliter dispensing method by degassed poly (dimethylsiloxane) microchannels and its application in protein crystallization. Analytical Chemistry. 79 (13), 4924-4930 (2007).

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Che, B., Zhu, J., Sun, D., Feng, X., Zhang, C. Generation of Dynamical Environmental Conditions using a High-Throughput Microfluidic Device. J. Vis. Exp. (170), e61735, doi:10.3791/61735 (2021).

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