Summary

マウス間質弁細胞の分離を用いて大動脈弁の石灰化を 研究

Published: May 10, 2021
doi:

Summary

この記事では、2段階コラゲターゼ法によるマウス大動脈弁細胞の単離について説明します。孤立したマウス弁細胞は、この インビトロ 石灰化アッセイのような異なるアッセイを行う場合や、大動脈弁鉱化につながる分子経路を調べるために重要です。

Abstract

大動脈弁細胞の石灰化は大動脈狭窄の特徴であり、弁カスプ線維症に関連している。弁間質細胞(VIC)は、骨芽細胞様細胞への脱分化プログラムの活性化を通じて大動脈狭窄における石灰化プロセスにおいて重要な役割を果たす。マウスVICは大動脈弁細胞の鉱化を駆動するシグナル伝達経路の解明のための良いインビトロツールである。本明細書に記載された方法は、これらの著者によってうまく使用され、新たに単離された細胞を得る方法を説明する。2段階コラゲナーゼ処置を1mg/mLおよび4.5mg/mLで行った。最初のステップは、内皮細胞層を除去し、汚染を避けるために重要です。第2のコラゲナーゼインキュベーションは、組織からプレートへのVICの移行を容易にすることである。また、単離されたマウス弁細胞の表現型特性評価のための免疫蛍光染色法についても議論される。さらに、カルシウム試薬測定手順およびアリザリン赤染色を用いてインビトロで石灰化アッセイを行った。マウスバルブ細胞一次培養の使用は、インビトロで細胞の無機化を阻害する新しい薬理学的標的を試験するために不可欠です。

Introduction

石灰化大動脈弁疾患(CAVD)は、西洋集団において最も一般的な弁膜心疾患であり、1歳の65歳以上の高齢者の2.5%近くに影響を及ぼす。CAVDは600万人以上のアメリカ人に影響を及ぼし、正常な血流を損なうリーフレットの機械的特性の変化に関連している-1,2.現在、疾患の進行を止めたり、ミネラル退縮を活性化したりする薬理学的治療法はない。CAVDを治療するための唯一の有効な治療法は、手術または経カテーテル大動脈弁置換術3による大動脈弁置換術である。したがって、新しい薬理学的標的を特定するためには、バルブの鉱物化につながる分子メカニズムを調査することが不可欠です。実際、非治療大動脈狭窄症は、左心室機能不全および心不全4のようないくつかの有害な結果を有する。

大動脈弁は、線維症、海綿体、心室症と呼ばれる3層から構成され、NICを主な細胞タイプ5として含んでいる。線維症と心室は血管内皮細胞(VEC)5の層で覆われている。VECは、炎症細胞の透過性とパラクリンシグナルを調節します。増加した機械的ストレスは、VECの完全性に影響を及ぼし、大動脈弁の恒常性を乱し、炎症細胞の浸潤につながる6.走査型電子顕微鏡分析は、ヒト石灰化大動脈弁7において破壊された内皮を示した。

石灰化組織の組織学的分析は、骨芽細胞および破骨細胞の存在を明らかにする。さらに、VICの骨形成分化は、インビトロおよびヒト弁組織8の両方で観察された。このプロセスは、主に、ラント関連転写因子2(Runx2)および骨形態形成タンパク質(BMP)8,9によって調整される。

Protocol

注:ここで説明されているすべての動物の手順は、マウントシナイ機関コアと使用委員会のIcahn医学部によって承認されています。 1. 成体マウスからの弁細胞分離前の調製 図1Aに示す手術器具をすべて洗浄し、70%のv/vエタノールを使用し、その後30分間オートクレーブして、70%エタノールで手術用ワークスペースを洗浄します。 500 μL?…

Representative Results

マウス大動脈弁は通常直径1mmであるため、異なる実験手順のために100万個の生存細胞を収集するために少なくとも3つのバルブをプールする必要があります。VIC 分離プロセスの異なる手順を図1と図 2に示します。バルブ組織を手動で削ることが困難であるため、渦を除去して渦を除去することによって生じるせん断応力を使用することが好ましい?…

Discussion

本稿では、一次培養のためのマウス弁細胞分離の詳細なプロトコルを紹介する。8週齢のマウスから3つの大動脈弁をプールし、十分な数の細胞を得た。さらに、このプロトコルは、VIC表現型の特性評価と インビトロ 鉱化アッセイを記述する。 この方法は、マチューら7から先に説明したプロトコルから適応した。

大動脈弁の分離の間、細?…

Materials

3 mm cutting edge scissors F.S.T 15000-00
Anti-alpha smooth muscle Actin antibody abcam
Anti-mouse, Alexa Fluor 488 conjugate Cell Signaling 4412
Arsenazo-III reagent set POINT SCIENTIFIC C7529-500 a Kit to measure the concentration of calcium
Bonn Scissors F.S.T 14184-09
Calcium hydroxide SIGMA -Aldrich 31219 31219
CD31 Novusbio
Collagenase type I  (125 units/mg) Thermofisher Scientific 17018029
DMEM Tthermofisher 11965092
Extra fine graefe forceps F.S.T 11150-10
FBS Gibco 16000044
Fine forceps F.S.T Dumont
HCl SIGMA-ALDRICH H1758
HEPES 1 M solution STEMCELLS TECHNOLOGIES
L-Glutamine 100x Thermofisher Scientific 25030081
Mycozap Lanza VZA-2011 Mycoplasma elimination reagent
PBS 10x SIGMA-ALDRICH
penecillin streptomycin 100x Thermofisher Scientific 10378016
Sodium Pyruvate 100 mM Thermofisher Scientific 11360070
Standard pattern forceps  F.S.T 11000-12
Surgical Scissors – Sharp-Blunt F.S.T 14008-14
Trypsin 0.05% Thermofisher Scientific 25300054
Vimentin abcam

References

  1. Rostagno, C. Heart valve disease in elderly. World Journal of Cardiology. 11 (2), 71-83 (2019).
  2. Stewart, B. F., et al. Clinical factors associated with calcific aortic valve disease. Cardiovascular Health Study. Journal of the American College of Cardiology. 29 (3), 630-634 (1997).
  3. Marquis-Gravel, G., Redfors, B., Leon, M. B., Généreux, P. Medical treatment of aortic stenosis. Circulation. 134 (22), 1766-1784 (2016).
  4. Spitzer, E., et al. Aortic stenosis and heart failure: disease ascertainment and statistical considerations for clinical trials. Cardiac Failure Review. 5 (2), 99-105 (2019).
  5. Hinton, R. B., Yutzey, K. E. Heart valve structure and function in development and disease. Annual Review of Physiology. 73, 29-46 (2011).
  6. Simionescu, D. T., Chen, J., Jaeggli, M., Wang, B., Liao, J. Form follows function: advances in trilayered structure replication for aortic heart valve tissue engineering. Journal of Healthcare Engineering. 3 (2), 179-202 (2012).
  7. Bouchareb, R., et al. Activated platelets promote an osteogenic programme and the progression of calcific aortic valve stenosis. European Heart Journal. 40 (17), 1362-1373 (2019).
  8. Rutkovskiy, A., et al. Valve interstitial cells: the key to understanding the pathophysiology of heart valve calcification. Journal of the American Heart Association. 6 (9), (2017).
  9. Bosse, Y., Mathieu, P., Pibarot, P. Genomics: the next step to elucidate the etiology of calcific aortic valve stenosis. Journal of the American College of Cardiology. 51 (14), 1327-1336 (2008).
  10. Drexler, H. G., Uphoff, C. C. Mycoplasma contamination of cell cultures: Incidence, sources, effects, detection, elimination, prevention. Cytotechnology. 39 (2), 75-90 (2002).
  11. Richards, J., et al. Side-specific endothelial-dependent regulation of aortic valve calcification: interplay of hemodynamics and nitric oxide signaling. American Journal of Pathology. 182 (5), 1922-1931 (2013).
  12. Bouchareb, R., et al. Mechanical strain induces the production of spheroid mineralized microparticles in the aortic valve through a RhoA/ROCK-dependent mechanism. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 67, 49-59 (2014).
  13. Lerman, D. A., Prasad, S., Alotti, N. Calcific aortic valve disease: molecular mechanisms and therapeutic approaches. European Cardiology. 10 (2), 108-112 (2015).
  14. Janssen, J. W., Helbing, A. R. Arsenazo III: an improvement of the routine calcium determination in serum. European Journal of Clinical Chemistry and Clinical Biochemistry. 29 (3), 197-201 (1991).
  15. Ortlepp, J. R., et al. Lower serum calcium levels are associated with greater calcium hydroxyapatite deposition in native aortic valves of male patients with severe calcific aortic stenosis. Journal of Heart Valve Disease. 15 (4), 502-508 (2006).
check_url/kr/62419?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Bouchareb, R., Lebeche, D. Isolation of Mouse Interstitial Valve Cells to Study the Calcification of the Aortic Valve In Vitro. J. Vis. Exp. (171), e62419, doi:10.3791/62419 (2021).

View Video