Mesures terminales du réflexe H chez la souris
Summary
L’évaluation clinique de la spasticité basée sur le réflexe de Hoffmann (réflexe H) et utilisant la stimulation électrique des nerfs périphériques est une méthode établie. Ici, nous fournissons un protocole pour une stimulation nerveuse terminale et directe pour la quantification du réflexe H dans la patte avant de la souris.
Abstract
Le réflexe de Hoffmann (réflexe H), en tant qu’analogue électrique du réflexe d’étirement, permet une validation électrophysiologique de l’intégrité des circuits neuronaux après des lésions telles que des lésions de la moelle épinière ou un accident vasculaire cérébral. Une augmentation de la réponse réflexe H, ainsi que des symptômes tels que des contractions musculaires non volontaires, un réflexe d’étirement pathologiquement augmenté et une hypertonie dans le muscle correspondant, est un indicateur de spasticité post-AVC (PSS).
Contrairement aux mesures transcutanées plutôt non spécifiques aux nerfs, nous présentons ici un protocole pour quantifier le réflexe H directement au niveau des nerfs ulnaire et médian de la patte antérieure, qui est applicable, avec des modifications mineures, au nerf tibial et sciatique de la patte postérieure. Basée sur la stimulation directe et l’adaptation à différents nerfs, la méthode représente un outil fiable et polyvalent pour valider les changements électrophysiologiques dans les modèles de maladies liées à la spasticité.
Introduction
Le réflexe d’Hoffmann (H-reflex), du nom du physiologiste Paul Hoffmann, peut être évoqué par stimulation électrique des nerfs périphériques, qui transportent des axones de neurones sensoriels et moteurs provenant et conduisant aux mêmes muscles. C’est l’analogue électriquement induit du réflexe d’étirement monosynaptique, et partage la même voie1. Contrairement à l’étirement musculaire, le réflexe H résulte d’une stimulation électrique. Lorsque les nerfs périphériques sont stimulés électriquement à faible intensité de courant, les fibres afférentes Ia sont généralement dépolarisées en premier en raison de leur grand diamètreaxonale 2. Leurs potentiels d’action excitent les motoneurones alpha (αMN) dans la moelle épinière, qui à leur tour suscitent des potentiels d’action qui descendent le long des axones αMN vers le muscle (Figure 1). Cette cascade génère une réponse musculaire de faible amplitude, reflétée dans ce que l’on appelle l’onde H. En augmentant progressivement l’intensité du stimulus, l’amplitude de l’onde H augmente en raison du recrutement d’unités motrices supplémentaires. À partir d’une certaine intensité de stimulus, les potentiels d’action dans les axones plus minces des αMN sont obtenus directement, ce qui est enregistré sous forme d’onde M. Cette onde M apparaît avec une latence plus courte que l’onde H (Figure 2). Si l’intensité de la stimulation est encore augmentée, l’amplitude de l’onde M devient plus grande en raison du recrutement de plus d’axones αMN, tandis que l’onde H devient progressivement plus petite. L’onde H peut être supprimée à des intensités de stimulus élevées en raison de la rétropropagation antidromique des potentiels d’action dans les axones αMN. Ces potentiels d’action déclenchés entrent en collision avec ceux de la stimulation Ia et peuvent donc s’annuler mutuellement. Aux intensités de stimulus supramaximales, des potentiels d’action orthodromiques (vers le muscle) et antidromiques (vers la moelle épinière) se produisent dans tous les axones MN; le premier donne lieu à l’amplitude maximale de l’onde M (Mmax), tandis que le second entraîne l’abolition complète du réflexe H3.
Pour l’évaluation de la spasticité post-AVC (PSS) ou des lésions de la moelle épinière (LME), le réflexe H a été utilisé pour évaluer la base neurale du mouvement et de la spasticité chez l’homme1. Une meilleure quantification du changement du réflexe H entre les mesures et entre les sujets est obtenue en utilisant le rapport de l’onde H et de l’onde M (rapport H/M). Alternativement, la dépression dépendante du taux (RDD) est mesurée à l’aide d’un ensemble de fréquences ascendantes (par exemple, 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 et 5,0 Hz). Le RDD reflète l’intégrité des circuits inhibiteurs qui peuvent être perturbés par un accident vasculaire cérébral ou une lésion médullaire. Lorsque tous les circuits neuronaux sont intacts, il y a une suppression uniforme et indépendante de la fréquence du réflexe H. Cependant, s’il y a une inhibition neuronale réduite à la suite d’un accident vasculaire cérébral ou d’une lésion médullaire, la suppression du réflexe H diminue avec l’augmentation de la fréquence de stimulation4.
L’enregistrement électrophysiologique correct à l’aide d’électrodes de surface peut être difficile et peut être affecté par les tâches motrices, les mécanismes inhibiteurs et l’excitabilité αMN5. Dans l’enregistrement transcutané chez les rongeurs, une électrode de stimulus est placée près du nerf tibial et une électrode d’enregistrement est placée près des muscles connexes de la patte antérieure. Selon notre expérience, cependant, le placement correct des électrodes transcutanées (Figure 1A) est encore plus complexe et variable chez les rongeurs que le placement des électrodes de surface chez l’homme. Cela peut entraîner des différences de longueur, de fréquence et d’intensité de stimulation nécessaires pour provoquer le réflexe H. Ces défis méthodologiques pourraient expliquer pourquoi il n’existe qu’un nombre très limité d’études de mesure du réflexe H (p. ex., dans les modèles expérimentaux d’AVC 3, 4 etd’autres modèles de spasticité6). Une stimulation et un enregistrement précis (à long terme) du réflexe H sur des nerfs individuels pourraient, en principe, être réalisés à l’aide d’électrodes implantables entourant le nerf cible 7,8. En raison de la chirurgie difficile avec des effets secondaires potentiels pour l’animal et l’instabilité potentielle de la sonde, cette approche n’est pas devenue une norme dans le domaine. La méthode présentée ici nécessite également une certaine expertise chirurgicale. Cependant, il permet une stimulation et un enregistrement nouveaux et précis de nerfs isolés in vivo en utilisant de faibles intensités de stimulation, ce qui évite la stimulation simultanée des nerfs voisins.
Protocol
Representative Results
Discussion
Contrairement aux mesures transcutanées du réflexe H décrites précédemment chez la souris6, nous fournissons une mesure plus directe et spécifique aux nerfs. Cette nouvelle approche peut être appliquée aux nerfs des membres antérieur et postérieur (p. ex., les nerfs médian, ulnaire et radial, et les nerfs tibial et sciatique, respectivement), ce qui rend cette méthode adaptable en tant qu’outil de diagnostic à de nombreux modèles de maladies (p. ex. accident vasculaire cérébral, …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Les auteurs remercient T. Akay, de l’Université Dalhousie, pour son soutien lors d’une visite de MG à son laboratoire. Ce travail a été financé par la Fondation Friebe (T0498/28960/16) et la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Fondation allemande pour la recherche) – Project-ID 431549029 – SFB 1451.
Materials
| Absorbent underpad | VWR | 115-0684 | |
| AD converter | Cambridge Electronic Design, UK | CED 1401micro | |
| Amplifier | Workshop Zoological Institute, UoC | – | |
| Digital stimulator | Workshop Zoological Institute, UoC | MS 501 | |
| EMG electrodes | Workshop Zoological Institute, UoC | Two twisted, insulated copper wires (50 µm outer diameter) were soldered to a male plug and connected to a differential amplifier. | |
| Eye ointment | Bayer | Bepanthen | |
| Glass pipette | Workshop Zoological Institute, UoC | – | Prepare a glass pipette bent into a simple glass hook in the flame of a Bunsen burner. |
| Heating box | MediHeat | MediHeat V1200 | |
| Heating pad | WPI | 61840 Heating pad | |
| Hook electrodes | Workshop Zoological Institute, UoC | – | To produce the electrodes, bend stainless steel miniature pins into hooks at one end and insert into blunt cannulas to create direct mechanical contact. Solder the end of the cannula to copper wires (length approx. 50 cm), which are connected to either stimulation or recording device. |
| Ketamine | Pfizer | Ketavet | |
| Rectal probe | WPI | RET-3 | |
| Stimulator isolation unit | Workshop Zoological Institute, UoC | MI 401 | |
| Sterilizer | CellPoint Scientific | Germinator 500 | Routine pre- and post-operative disinfection of the surgical equipment should be done by heat sterilization. Decontaminate instruments for 15 s in the heated glass bead bath (260°C). |
| Temperature controller | WPI | ATC200 | |
| Vaseline | Bayer | – | |
| Xylazine | Bayer | Rompun |
References
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