JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Bioengineering

Enfeksiyöz ve Enfeksiyöz Olmayan Virüsleri Ayırt Etmek için Aptamerlerin İn Vitro Seçimi

Published: September 07, 2022
doi:
10.3791/64127
, , ,
1INQUIMAE (CONICET), Departamento de Química Inorgánica, Analítica y Química Física, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales,Universidad de Buenos Aires, 2Department of Chemistry,University of Illinois at Urbana-Champaign, 3Department of Chemistry,University of Texas at Austin

Summary

Genel olarak, bir dezenfeksiyon yöntemiyle bulaşıcı olmayan hale getirilmiş virüslere veya diğer benzer virüslere değil, yalnızca bulaşıcı virüslere bağlanan belirli aptamerlere uygulanabilecek bir protokol sunuyoruz. Bu, taşınabilir ve hızlı testlerde bulaşıcılık durumunu belirleme olasılığını açar.

Abstract

Virüs enfeksiyonlarının toplum üzerinde büyük bir etkisi vardır; Çoğu tespit yöntemi, tespit edilen bir virüsün bulaşıcı olup olmadığını belirlemede zorluk çeker, bu da tedavide gecikmelere ve virüsün daha da yayılmasına neden olur. Klinik veya çevresel numunelerin bulaşıcılığı hakkında bilgi verebilecek yeni sensörler geliştirmek, bu karşılanmamış zorluğun üstesinden gelecektir. Bununla birlikte, çok az yöntem, bozulmamış bir bulaşıcı virüsü tanıyabilen ve dezenfeksiyon yöntemleriyle bulaşıcı olmayan hale getirilen aynı virüsten ayırt edebilen algılama molekülleri elde edebilir. Burada, üstel zenginleştirme (SELEX) ile ligandların sistematik evrimini kullanarak bulaşıcı virüsleri ve bulaşıcı olmayan virüsleri ayırt edebilen aptamerleri seçmek için bir protokol açıklıyoruz. SELEX’in iki özelliğinden yararlanıyoruz. İlk olarak, SELEX, sayaç seçimi kullanılarak bulaşıcı olmayan virüsler veya diğer benzer virüsler gibi rakip hedefleri kaldırmak için özel olarak hazırlanabilir. Ek olarak, tüm virüs, örneğin viral bir yüzey proteini yerine, SELEX’in hedefi olarak kullanılabilir. Bütün virüs SELEX, virüsün bozulmasına gerek kalmadan, özellikle virüsün doğal durumuna bağlanan aptamerlerin seçilmesine izin verir. Bu yöntem, patojenlerin yüzeyindeki fonksiyonel farklılıklara dayanarak önceden bilinmesi gerekmeyen tanıma ajanlarının elde edilmesini sağlar.

Introduction

Virüs enfeksiyonlarının, son COVID-19 pandemisinden itibaren giderek daha belirgin hale geldiği gibi, dünya çapında muazzam ekonomik ve toplumsal etkileri vardır. Zamanında ve doğru tanı, virüslerin sağlıklı insanlara yayılmasını önlerken viral enfeksiyonların tedavisinde çok önemlidir. PCR testleri 1,2 ve inmunoassay3 gibi birçok virüs tespit yöntemi geliştirilmiş olsa da, şu anda kullanılan yöntemlerin çoğu, tespit edilen virüsün gerçekten bulaşıcı olup olmadığını belirleyememektedir. Bunun nedeni, viral nükleik asit veya proteinler gibi tek başına virüsün bileşenlerinin varlığının, sağlam, bulaşıcı virüsün mevcut olduğunu göstermemesi ve bu biyobelirteçlerin seviyelerinin bulaşıcılıkile zayıf korelasyon göstermesidir 4,5,6. Örneğin, mevcut PCR tabanlı COVID-19 testleri için yaygın olarak kullanılan viral RNA, hasta bulaşıcı olduğunda enfeksiyonun erken evrelerinde çok düşük seviyelere sahipken, hastalar enfeksiyondan iyileştiğinde ve artık bulaşıcı olmadığında RNA seviyesi genellikle hala çok yüksektir 7,8. Viral protein veya antijen biyobelirteçleri benzer bir eğilimi takip eder, ancak tipik olarak viral RNA’dan daha sonra ortaya çıkar ve bu nedenle bulaşıcılığın daha az öngörücüsüdür 6,9. Bu sınırlamayı ele almak için, virüsün bulaşıcılık durumu hakkında bilgi verebilecek bazı yöntemler geliştirilmiştir, ancak sonuç elde etmek için uzun zaman (günler veya haftalar) gerektiren hücre kültürü mikrobiyoloji tekniklerine dayanmaktadır 4,10. Bu nedenle, klinik veya çevresel örneklerin bulaşıcılığı hakkında bilgi verebilecek yeni sensörler geliştirmek, tedavideki gecikmeleri ve virüsün daha fazla yayılmasını önleyebilir. Bununla birlikte, çok az yöntem, bozulmamış bir enfeksiyöz viryonu tanıyabilen ve onu bulaşıcı olmayan hale getirilen aynı virüsten ayırt edebilen algılama molekülleri elde edebilir.

Bu bağlamda, aptamerler benzersiz bir biyomoleküler araç olarak özellikle uygundur11,12,13,14. Aptamerler, yüksek afinite ve seçiciliğe sahip bir hedefi tanımak için spesifik bir 3D konformasyon oluşturmalarını sağlayan spesifik bir nükleotid dizisine sahip kısa, tek sarmallı DNA veya RNA molekülleridir15,16. İn vitro seleksiyon olarak da bilinen üstel zenginleştirme (SELEX) ile ligandların sistematik evrimi adı verilen ve 10 14-1015 dizili 17,18,19 büyük bir rastgele DNA örnekleme kütüphanesine sahip test tüplerinde gerçekleştirilen kombinatoryal bir seçim süreci ile elde edilirler. Bu yinelemeli işlemin her turunda, DNA havuzu ilk önce istenen koşullar altında hedefle inkübasyon yoluyla bir seçim baskısına tabi tutulur. Hedefe bağlı olmayan tüm diziler daha sonra kaldırılır ve geride yalnızca verilen koşullar altında bağlanabilen birkaç dizi kalır. Son olarak, önceki adımda seçilen diziler PCR ile güçlendirilir, havuzun popülasyonu bir sonraki seçim turu için istenen fonksiyonel dizilerle zenginleştirilir ve işlem tekrarlanır. Seçim havuzunun aktivitesi bir platoya ulaştığında (tipik olarak 8-15 turdan sonra), kütüphane en yüksek afiniteyi sergileyen kazanan dizileri tanımlamak için DNA dizilimi ile analiz edilir.

SELEX, virüsün bulaşıcılık durumu 22 gibi diğer benzer hedeflere karşı daha fazla seçicilik kazanmak için kullanılabilecek benzersiz avantajlara sahiptir20,21. İlk olarak, seçim için küçük moleküllerden ve proteinlerden tüm patojenlere ve hücrelere kadar çok çeşitli farklı tipte hedefler kullanılabilir16. Böylece, bulaşıcı bir virüse bağlanan bir aptamer elde etmek için, viral bir yüzey proteini19 yerine, sağlam bir virüs hedef olarak kullanılabilir. Bütün virüs SELEX, virüsün bozulmasına gerek kalmadan, özellikle virüsün doğal durumuna bağlanan aptamerlerin seçilmesine izin verir. İkincisi, SELEX, diğer benzer virüsler veya bulaşıcı olmayan inaktive virüsler gibi rakip hedefleri 21,23’ü kaldırmak için özel olarak hazırlanabilirve her seçim 22 turunda karşı seçim adımları kullanılabilir. Karşı seçim adımları sırasında, DNA havuzu bağlanma istenmeyen hedeflere maruz bırakılır ve bağlanan diziler atılır.

Bu çalışmada, bulaşıcı bir virüse bağlanan, ancak belirli bir dezenfeksiyon yöntemiyle bulaşıcı olmayan hale getirilen aynı virüse veya başka bir ilgili virüse bağlanmayan aptamerleri seçmek için genel olarak uygulanabilecek bir protokol sunuyoruz. Bu yöntem, önceden bilinmesi gerekmeyen virüs yüzeyinin fonksiyonel farklılıklarına dayanarak tanıma ajanlarının elde edilmesini sağlar ve böylece yeni ortaya çıkan patojenlerin tespiti veya az çalışılmış hastalıklar için ek bir avantaj sunar.

Protocol

1. Reaktiflerin ve tamponların hazırlanması 1 L’lik son hacme 0,9 M Tris-baz, 0,9 M borik asit, 20 mM EDTA (disodyum tuzu) ve deiyonize su ekleyerek 10x Tris-borat EDTA (10x TBE) hazırlayın. Aşağıdaki gibi% 10 denatüre edici bir poliakrilamid stok çözeltisi hazırlayın. 250 mL’lik bir cam şişede, 120 g üre (8 M), 25 mL 10x TBE, 62.5 mL% 40 akrilamid / bisakrilamid (29: 1) çözeltisi ve 250 mL’lik nihai hacme ulaşmak için yeterli damıtılmış su ekleyin. Tüm bileş…

Representative Results

DNA aptamerleri bir test tüpü15’te SELEX kullanılarak elde edilebildiğinden, bu SELEX stratejisi, hem sağlam, tüm enfeksiyöz virüse doğru pozitif seleksiyon adımlarını (yani, bulaşıcı virüse bağlanan DNA moleküllerini tutmak) hem de belirli bir dezenfeksiyon yöntemiyle bulaşıcı olmayan hale getirilen aynı virüs için karşı seçim adımlarını içerecek şekilde dikkatlice tasarlanmıştır. Özellikle UV tedavisi, bulaşıcı olmayan virüse bağlanabilen DNA dizilerini…

Discussion

SELEX, sadece pM-nM 22,43,44,45 aralığında yüksek afiniteli aptamerlerin tanımlanmasına değil, aynı zamanda yüksek ve ayarlanabilir seçiciliğe sahip aptamerlerin tanımlanmasına da izin verir. Sayaç seçiminden yararlanılarak, zorlu seçiciliğe sahip aptamerler elde edilebilir. Örneğin, Li grubu, patojenik bakteri suşlarını patojenik olmayan suşlardan ayırt edebilen dizil…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Bu protokolde kullanılan psödovirüs örneklerini (SARS-CoV-2, SARS-CoV-1, H5N1) sağladıkları için Chicago’daki Illinois Üniversitesi’nden Bayan Laura M. Cooper ve Dr. Lijun Rong’a ve ayrıca Urbana-Champaign’deki Illinois Üniversitesi’ndeki Roy J. Carver Biyoteknoloji Merkezi’nin DNA Hizmetleri tesisinden Dr. Alvaro Hernandez ve Dr. Chris Wright’a yüksek verimli dizileme konusundaki yardımları için teşekkür ederiz. ve in vitro seleksiyon ve aptamer karakterizasyon tekniklerinde bize yardımcı olan Lu grubunun birçok üyesi. Bu çalışma, Ulusal Bilim Vakfı’ndan (CBET 20-29215) bir RAPID hibesi ve Urbana-Champaign ve Illinois-JITRI Enstitüsü’ndeki Illinois Üniversitesi Sürdürülebilirlik, Enerji ve Çevre Enstitüsü’nden (JITRI 23965) bir tohum hibesi ile desteklenmiştir. A.S.P., finansal desteği için PEW Latin Amerika Bursu’na teşekkür eder. Ayrıca, Austin’deki Teksas Üniversitesi’ndeki Lu grubu araştırma programına destek için Robert A. Welch Vakfı’na (Grant F-0020) teşekkür ederiz.

Materials

10% Ammonium persulfate (APS) BioRad 1610700
100% Ethanol Sigma-Aldrich E7023
1x PBS without calcium & magnesium Corning 21-040-CM
40% acrylamide/bisacrylamide (29:1) solution BioRad 1610146
Agencourt AMPure XP Beads Beckman Coulter A63880 DNA clean-up beads – Section 7.2.2
Amicon Ultra-0.5 Centrifugal Filter Unit Merck UFC501024 cut-off 10 kDa
Amicon Ultra-0.5 Centrifugal Filter Unit Merck UFC510024 cut-off 100 kDa
Boric Acid Sigma-Aldrich 100165
C1000 Touch Thermal Cycler with Dual 48/48 Fast Reaction Module BioRad 1851148
Calcium Chloride Sigma-Aldrich C4901
CFX Connect Real-Time PCR Detection System BioRad 1855201
Digital Dry Baths/Block Heaters Thermo Scientific 88870001
Dynabeads MyOne Streptavidin C1 Thermo Fisher 65001 streptavidin-modified magnetic beads – Section 4.9
EDTA disodium salt Sigma-Aldrich 324503
Eppendorf Safe-Lock microcentrifuge tubes Sigma-Aldrich T9661 1.5 mL
Lenti-X p24 Rapid Titer Kit Takara Bio USA, Inc. 632200 Lentivirus quantification kit – Section 3.3.2.1
MagJET Separation Rack, 12 x 1.5 mL tube Thermo Scientific MR02
Magnesium chloride Sigma-Aldrich M8266
Microseal 'B' PCR Plate Sealing Film, adhesive, optical BioRad MSB1001 non-UV absorbing
Mini-PROTEAN Tetra Cell for Ready Gel Precast Gels BioRad 1658004EDU
Mini-PROTEAN Short Plates BioRad 1653308
Mini-PROTEAN Spacer Plates with 0.75 mm Integrated Spacers BioRad 1653310
Molecular Biology Grade Water Lonza 51200
Multiplate 96-Well PCR Plates, high profile, unskirted, clear BioRad MLP9611
Nanodrop One Thermo Scientific ND-ONE-W
OneTaq DNA Polymerase New England BioLab M0480S
Ovation Ultralow v2 + UDI Tecan 0344NB-A01 High-troughput sequencing library preparation kit – Section 7.2.
PIPETMAN G (100-1000 µL, 20-200 µL, 2-20 µL and 0.2-2 µL) Gilson F144059M, F144058M, F144056M, F144054M
Purifier Logic+ Class II, Type A2 Biosafety Cabinets Labconco 4261
Qubit dsDNA BR Assay Kit Invitrogen Q32850 fluorescence-based  dsDNA quantification  kit – Section 7.2.3
SHARP Classic Low Retention Pipet Tips (10 uL, 200 uL, 1000 uL) Thomas Scientific 1158U43, 1159M44, 1158U40
Sodium acetate Sigma-Aldrich S2889
Sodium chloride Sigma-Aldrich S7653
Sorvall Legend Micro 17R Microcentrifuge Thermo Scientific 75002440
SsoFast EvaGreen Supermix BioRad 1725201 qPCR mastermix – Section 6.2.
Tris(hydroxymethyl)aminomethane Sigma-Aldrich T1503
Tubes and Ultra Clear Caps, strips of 8 USA scientific AB1183 PCR tubes
Urea Sigma-Aldrich U5128
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Carter, L. J., et al. Assay techniques and test development for COVID-19 diagnosis. ACS Central Science. 6 (5), 591-605 (2020).
  2. Ranoa, D. R. E., et al. Saliva-based molecular testing for SARS-CoV-2 that bypasses RNA extraction. bioRxiv. , 1-35 (2020).
  3. Tang, Z., et al. A materials-science perspective on tackling COVID-19. Nature Reviews Materials. 5 (11), 847-860 (2020).
  4. Cook, N., Cliver, D. O. VIRUSES | Detection. Encyclopedia of Food Microbiology. 3, 727-731 (2014).
  5. Weissleder, R., Lee, H., Ko, J., Pittet, M. J. COVID-19 diagnostics in context. Science Translational Medicine. 12 (546), 1-7 (2020).
  6. Joynt, G. M., Wu, W. K. Understanding COVID-19: what does viral RNA load really mean. The Lancet Infectious Diseases. 3099 (20), 19-20 (2020).
  7. Wölfel, R., et al. Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019. Nature. 581 (7809), 465-469 (2020).
  8. Perera, R. A. P. M., et al. SARS-CoV-2 virus culture and subgenomic RNA for respiratory specimens from patients with mild coronavirus disease. Emerging Infectious Diseases. 26 (11), 2701-2704 (2020).
  9. Sethuraman, N., Jeremiah, S. S., Ryo, A. Interpreting diagnostic tests for SARS-CoV-2. JAMA – Journal of the American Medical Association. 323 (22), 2249-2251 (2020).
  10. Basile, K., et al. Cell-based culture informs infectivity and safe de-isolation assessments in patients with coronavirus disease 2019. Clinical Infectious Diseases. 73 (9), 2952-2959 (2021).
  11. Xing, H., Hwang, K., Li, J., Torabi, S. -. F., Lu, Y. DNA aptamer technology for personalized medicine. Current Opinion in Chemical Engineering. 4, 79-87 (2014).
  12. Xiong, Y., et al. Functional DNA regulated CRISPR-Cas12a sensors for point-of-care diagnostics of non-nucleic-acid targets. Journal of the American Chemical Society. 142 (1), 207-213 (2020).
  13. Lake, R. J., Yang, Z., Zhang, J., Lu, Y. DNAzymes as activity-based sensors for metal ions: recent applications, demonstrated advantages, current challenges, and future directions. Accounts of Chemical Research. 52 (12), 3275-3286 (2019).
  14. Chakraborty, B., et al. Aptamers for viral detection and inhibition. ACS Infectious Diseases. 8 (4), 667-692 (2022).
  15. Liu, J., Cao, Z., Lu, Y. Functional nucleic acid sensors. Chemical Reviews. 109 (5), 1948-1998 (2009).
  16. Dunn, M. R., Jimenez, R. M., Chaput, J. C. Analysis of aptamer discovery and technology. Nature Reviews Chemistry. 1 (10), 1-16 (2017).
  17. Ellington, A. D., Szostak, J. W. In vitro selection of RNA molecules that bind specific ligands. Nature. 346 (6287), 818-822 (1990).
  18. Tuerk, C., Gold, L. Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase. Science. 249 (4968), 505-510 (1990).
  19. Sefah, K., Shangguan, D., Xiong, X., O’Donoghue, M. B., Tan, W. Development of DNA aptamers using Cell-SELEX. Nature Protocols. 5 (6), 1169-1185 (2010).
  20. Bruesehoff, P. J., Li, J., Augustine, A. J., Lu, Y. Improving metal ion specificity during in vitro selection of catalytic DNA. Combinatorial Chemistry & High Throughput Screening. 5 (4), 327-335 (2012).
  21. Shen, Z., et al. A catalytic DNA activated by a specific strain of bacterial pathogen. Angewandte Chemie International Edition. 55 (7), 2431-2434 (2016).
  22. Peinetti, A. S., et al. Direct detection of human adenovirus or SARS-CoV-2 with ability to inform infectivity using DNA aptamer-nanopore sensors. Science Advances. 7 (39), (2021).
  23. Ihms, H. E., Lu, Y. In vitro selection of metal ion-selective DNAzymes. Ribozymes: Methods and Protocols. , 297-316 (2012).
  24. Summer, H., Grämer, R., Dröge, P. Denaturing urea polyacrylamide gel electrophoresis (urea PAGE). Journal of Visualized Experiments. (32), e1485 (2009).
  25. Cui, Q., et al. Identification of diaryl-quinoline compounds as entry inhibitors of Ebola virus. Viruses. 10 (12), 678 (2018).
  26. Guo, Y., et al. Identification of a new region of SARS-CoV S protein critical for viral entry. Journal of Molecular Biology. 394 (4), 600-605 (2009).
  27. Panec, M., Katz, D. S. Plaque assay protocols. Protocols American Society for Microbiology. 7, 1-5 (2011).
  28. Baer, A., Kehn-Hall, K. Viral concentration determination through plaque assays: Using traditional and novel overlay systems. Journal of Visualized Experiments. (93), 1-10 (2014).
  29. Mendoza, E. J., Manguiat, K., Wood, H., Drebot, M. Two detailed plaque assay protocols for the quantification of infectious SARS-CoV-2. Current Protocols in Microbiology. 57 (1), 1-15 (2020).
  30. Luo, Z., He, L., Wang, J., Fang, X., Zhang, L. Developing a combined strategy for monitoring the progress of aptamer selection. The Analyst. 142 (17), 3136-3139 (2017).
  31. . Babraham bioinformatics – FastQC a quality control tool for high throughput sequence data Available from: https://www.bioinformatics.babraham.ac.uk/projects/fastqc/ (2022)
  32. Martin, M. Cutadapt removes adapter sequences from high-throughput sequencing reads. EMBnet.journal. 17 (1), 10 (2011).
  33. Zhang, J., Kobert, K., Flouri, T., Stamatakis, A. P. E. A. R. PEAR: a fast and accurate Illumina Paired-End reAd mergeR. Bioinformatics. 30 (5), 614-620 (2014).
  34. Alam, K. K., Chang, J. L., Burke, D. H. FASTAptamer: A bioinformatic toolkit for high-throughput sequence analysis of combinatorial selections. Molecular Therapy-Nucleic Acids. 4 (3), 230 (2015).
  35. McKeague, M., et al. Comprehensive analytical comparison of strategies used for small molecule aptamer evaluation. Analytical Chemistry. 87 (17), 8608-8612 (2015).
  36. Entzian, C., Schubert, T. Mapping the binding site of an aptamer on ATP using MicroScale Thermophoresis. Journal of Visualized Experiments. (119), e55070 (2017).
  37. Romain, M., Thiroux, B., Tardy, M., Quesnel, B., Thuru, X. Measurement of protein-protein interactions through microscale thermophoresis (MST). Bio-Protocol. 10 (7), 1-10 (2020).
  38. Eble, J. A. Titration ELISA as a method to determine the dissociation constant of receptor ligand interaction. Journal of Visualized Experiments. (132), e57334 (2018).
  39. Chang, A. L., McKeague, M., Liang, J. C., Smolke, C. D. Kinetic and equilibrium binding characterization of aptamers to small molecules using a label-free, sensitive, and scalable platform. Analytical Chemistry. 86 (7), 3273-3278 (2014).
  40. Lou, X., Egli, M., Yang, X. Determining functional aptamer-protein interaction by biolayer interferometry. Current Protocols in Nucleic Acid Chemistry. 67 (1), 7-25 (2016).
  41. Cheng, H., et al. Identification of a coumarin-based antihistamine-like small molecule as an anti-filoviral entry inhibitor. Antiviral Research. 145, 24-32 (2017).
  42. Sun, M., et al. Aptamer blocking strategy inhibits SARS-CoV-2 virus infection. Angewandte Chemie International Edition. 60 (18), 10266-10272 (2021).
  43. Li, J., et al. Diverse high-affinity DNA aptamers for wild-type and B.1.1.7 SARS-CoV-2 spike proteins from a pre-structured DNA library. Nucleic Acids Research. 49 (13), 7267-7279 (2021).
  44. Zhang, L., et al. Discovery of sandwich type COVID-19 nucleocapsid protein DNA aptamers. Chemical Communications. 56 (70), 10235-10238 (2020).
  45. Hamula, C. L. A., et al. An improved SELEX technique for selection of DNA aptamers binding to M-type 11 of Streptococcus pyogenes. Methods. 97, 51-57 (2016).
  46. Liu, J., Lu, Y. Rational design of "turn-on" allosteric DNAzyme catalytic beacons for aqueous mercury ions with ultrahigh sensitivity and selectivity. Angewandte Chemie International Edition. 46 (40), 7587-7590 (2007).
  47. Liu, J., Mazumdar, D., Lu, Y. A simple and sensitive "dipstick" test in serum based on lateral flow separation of aptamer-linked nanostructures. Angewandte Chemie International Edition. 45 (47), 7955-7959 (2006).
  48. Xiang, Y., Lu, Y. Using personal glucose meters and functional DNA sensors to quantify a variety of analytical targets. Nature Chemistry. 3 (9), 697-703 (2011).
  49. Lake, R. J., Yang, Z., Zhang, J., Lu, Y. DNAzymes as activity-based sensors for metal ions: recent applications, demonstrated advantages, current challenges, and future directions. Accounts of Chemical Research. 52 (12), 3275-3286 (2019).
  50. Li, N., et al. Overcoming the limitations of COVID-19 diagnostics with nanostructures, nucleic acid engineering, and additive manufacturing. Current Opinion in Solid State & Materials Science. 26, 100966 (2022).
  51. Li, N., et al. Label-free digital detection of intact virions by enhanced scattering microscopy. Journal of the American Chemical Society. 144 (4), 1498-1502 (2022).

Tags

Aptamer SelectionIn Vitro SelectionInfectious VirusNon-infectious VirusSELEXAffinity-based SelectionVirus DetectionVirus InfectivityDiagnostic SensingEnvironmental Monitoring
check_url/64127?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Gramajo, M. E., Lake, R. J., Lu, Y., Peinetti, A. S. In Vitro Selection of Aptamers to Differentiate Infectious from Non-Infectious Viruses. J. Vis. Exp. (187), e64127, doi:10.3791/64127 (2022).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image