Summary

نموذج تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني للفأر الناجم عن فوسفات الكالسيوم

Published: November 18, 2022
doi:

Summary

يصف هذا البروتوكول نموذج فأر تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني الناجم عن فوسفات الكالسيوم (AAA) لدراسة السمات المرضية والآليات الجزيئية ل AAAs.

Abstract

تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني (AAA) هو مرض قلبي وعائي يهدد الحياة ويحدث في جميع أنحاء العالم ويتميز بتمدد لا رجعة فيه للشريان الأورطي البطني. حاليا ، يتم استخدام العديد من نماذج AAA المستحثة كيميائيا ، كل منها يحاكي جانبا مختلفا من التسبب في AAA. نموذج AAA الناجم عن فوسفات الكالسيوم هو نموذج سريع وفعال من حيث التكلفة مقارنة بنماذج AAA التي يسببها الأنجيوتنسين II والإيلاستاز. يؤدي تطبيق بلورات CaPO4 على الشريان الأورطي للفأر إلى تدهور الألياف المرنة ، وفقدان خلايا العضلات الملساء ، والالتهاب ، وترسب الكالسيوم المرتبط بتمدد الأبهر. تقدم هذه المقالة بروتوكولا قياسيا لنموذج AAA المستحث CaPO4. يتضمن البروتوكول تحضير المواد ، والتطبيق الجراحي ل CaPO4 على ظهور الشريان الأورطي البطني تحت الكلوي ، وحصاد الأبهر لتصور تمدد الأوعية الدموية الأبهري ، والتحليلات النسيجية في الفئران.

Introduction

تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني (AAA) هو مرض قلبي وعائي قاتل يتميز بالتمدد الدائم للشريان الأورطي البطني ، مع ارتفاع معدلات الوفيات بمجرد حدوث التمزق. يرتبط AAA بالشيخوخة والتدخين وجنس الذكور وارتفاع ضغط الدم وفرط شحميات الدم1. ثبت أن العديد من العمليات المرضية تساهم في تكوين AAA ، بما في ذلك التحلل البروتيني لألياف المصفوفة خارج الخلية ، وتسلل الخلايا المناعية ، وفقدان خلايا العضلات الملساء الوعائية. حاليا ، لا تزال الآليات المرضية ل AAA بعيدة المنال ، ولا توجد أدوية مثبتة لعلاج AAA1. البحث في AAA البشري محدود بسبب وجود عدد قليل من عينات الأبهر البشري. وهكذا ، تم إنشاء العديد من نماذج AAA الحيوانية التي يسببها التعديل الكيميائي واعتمادها على نطاق واسع ، بما في ذلك ضخ الأنجيوتنسين II (AngII) تحت الجلد ، وحضانة الإيلاستاز حول الأوعية الدموية أو داخل اللمعة ، وتطبيق فوسفات الكالسيوم حول الأوعية الدموية2. نموذج الفأر الشائع الاستخدام هو تطبيق فوسفات الكالسيوم (CaPO4) على ظهور الشريان الأورطي البطني تحت الكلوي ، وهو فعال من حيث التكلفة ولا يتطلب تعديلا وراثيا.

تم الإبلاغ عن التطبيق المباشر حول الأبهر ل CaCl2 على الشريان السباتي للأرانب للحث على تغيير تمدد الأوعية الدموية في البداية بواسطة Gertz et al.3 وتم تطبيقه لاحقا على الأبهر البطني للفئران. تم تطوير النموذج بواسطة Yamanouchi et al. لتسريع تمدد الأبهر باستخدام بلورات CaPO 4 في الفئران4. يلخص تسلل CaPO4 إلى أورتاس الفئران العديد من السمات المرضية التي لوحظت في AAAs البشرية ، بما في ذلك تسلل البلاعم العميق ، وتدهور المصفوفة خارج الخلية ، وترسب الكالسيوم. عوامل الخطر من AAA البشري ، مثل فرط شحميات الدم ، تزيد أيضا من AAA الناجم عن CaPO4 في الفئران5. على عكس AAA الناجم عن التروية AngII في الفئران ApoE / – أو LDLR-/- ، يحدث AAA الناجم عن CaPO4 في منطقة الأبهر تحت الكلوي ، والتي تحاكي AAA البشري. حاليا ، تم تطبيق هذه الطريقة على نطاق واسع لتقييم القابلية لتطوير AAA في الفئران المعدلة وراثيا وتقييم الآثار المضادة ل AAA للأدوية 6,7.

Protocol

تم إجراء الدراسات على الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية للجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات في مركز العلوم الصحية بجامعة بكين وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة أخلاقيات الطب الحيوي بجامعة بكين (LA2015142). تم تخدير جميع الفئران للجراحة باستخدام إيزوفلوران (1.5٪ -2٪) ، وتم مراقبة التخدير بعنا?…

Representative Results

بعد 14 يوما من تطبيق CaPO4 ، تم القتل الرحيم للفئران الذكور C57BL / 6J ، وتم حصاد وتنظيف الأورتا الخاصة بهم. تم تصوير مورفولوجيا الأورتا لتصور تشكيل AAA. كما هو موضح في الشكل 1A-B ، أدى تطبيق CaPO4 إلى تمدد الشريان الأورطي البطني تحت الكلوي. من الناحية النسيج…

Discussion

التطبيق حول الأبهر ل CaPO4 هو نهج قوي للحث على AAA في الفئران. استخدمت العديد من الدراسات نموذج CaPO4 وأفادت باستمرار أن هذه طريقة سريعة وقابلة للتكرار لدراسة AAA في الفئران 7,9. يعتبر هذا النموذج ملخصا لجزء من ميزات تمدد الأوعية الدموية الأبهري البشري وي…

Acknowledgements

تم دعم هذا البحث بتمويل من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (NSFC ، 81730010 ، 91839302 ، 81921001 ، 31930056 ، و 91529203) والبرنامج الوطني للبحث والتطوير الرئيسي في الصين (2019YFA 0801600).

Materials

CaCl2 MECKLIN C805225
NaCl Biomed SH5001-01
PBS HARVEYBIO MB5051
Small animal ventilator RWD H1550501-012

References

  1. Kent, K. C. Abdominal aortic aneurysms. The New England Journal of Medicine. 371, 2101-2108 (2014).
  2. Patelis, N., et al. Animal models in the research of abdominal aortic aneurysms development. Physiological Research. 66 (6), 899-915 (2017).
  3. Gertz, S. D., Kurgan, A., Eisenberg, D. Aneurysm of the rabbit common carotid artery induced by periarterial application of calcium-chloride in vivo. Journal of Clinical Investigation. 81 (3), 649-656 (1988).
  4. Yamanouchi, D., et al. Accelerated aneurysmal dilation associated with apoptosis and inflammation in a newly developed calcium phosphate rodent abdominal aortic aneurysm model. Journal of Vascular Surgery. 56 (2), 455-461 (2012).
  5. Wang, Y. T., et al. Influence of apolipoprotein E, age and aortic site on calcium phosphate induced abdominal aortic aneurysm in mice. Atherosclerosis. 235 (1), 204-212 (2014).
  6. Zhao, G., et al. Unspliced xbp1 confers VSMC homeostasis and prevents aortic aneurysm formation via foxo4 interaction. Circulation Research. 121 (12), 1331-1345 (2017).
  7. Jia, Y., et al. Targeting macrophage TFEB-14-3-3 epsilon interface by naringenin inhibits abdominal aortic aneurysm. Cell Discovery. 8 (1), 21 (2022).
  8. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
  9. Yu, B., et al. CYLD deubiquitinates nicotinamide adenine dinucleotide phosphate oxidase 4 contributing to adventitial remodeling. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (8), 1698-1709 (2017).
  10. Altobelli, E., Rapacchietta, L., Profeta, V. F., Fagnano, R. Risk factors for abdominal aortic aneurysm in population-based studies: A systematic review and meta-analysis. International Journal of Environmental Research and Public Health. 15 (12), 2805 (2018).
  11. Theivacumar, N. S., Stephenson, M. A., Mistry, H., Valenti, D. Diabetes mellitus and aortic aneurysm rupture: A favorable association. Vascular and Endovascular Surgery. 48 (1), 45-50 (2014).
  12. Tanaka, T., Takei, Y., Yamanouchi, D. Hyperglycemia suppresses calcium phosphate-induced aneurysm formation through inhibition of macrophage activation. Journal of the American Heart Association. 5 (3), 003062 (2016).
  13. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e53191 (2015).
  14. Urry, D. W. Neutral sites for calcium ion binding to elastin and collagen: A charge neutralization theory for calcification and its relationship to atherosclerosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 68 (4), 810-814 (1971).
  15. Li, Z. Q., et al. Runx2 (runt-related transcription factor 2)-mediated microcalcification is a novel pathological characteristic and potential mediator of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 40 (5), 1352-1369 (2020).
  16. Kelly, M. J., Igari, K., Yamanouchi, D. Osteoclast-like cells in aneurysmal disease exhibit an enhanced proteolytic phenotype. International Journal of Molecular Sciences. 20 (19), 4689 (2019).
check_url/kr/64173?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Zhang, S., Cai, Z., Zhang, X., Ma, T., Kong, W. A Calcium Phosphate-Induced Mouse Abdominal Aortic Aneurysm Model. J. Vis. Exp. (189), e64173, doi:10.3791/64173 (2022).

View Video