Summary

Личинки данио-рерио как модель для оценки потенциальных радиосенсибилизаторов или протекторов

Published: August 25, 2022
doi:

Summary

Рыбка данио-рерио недавно использовалась в качестве модели для проверки потенциальных модификаторов радиации. В настоящем протоколе подробно описаны шаги по использованию эмбрионов рыбок данио-рерио для экспериментов по радиационному скринингу, а также некоторые наблюдательные подходы для оценки эффекта различных методов лечения и облучения.

Abstract

Рыбки данио-рерио широко используются в нескольких видах исследований, потому что они являются одной из легко поддерживаемых моделей позвоночных и демонстрируют несколько особенностей уникальной и удобной модельной системы. Поскольку клетки с высокой пролиферативностью более восприимчивы к радиационно-индуцированным повреждениям ДНК, эмбрионы рыбок данио-рерио являются передовой моделью in vivo в радиационных исследованиях. Кроме того, эта модель прогнозирует воздействие радиации и различных лекарств в течение короткого времени, наряду с основными биологическими событиями и связанными с ними реакциями. В нескольких исследованиях рака использовались рыбки данио, и этот протокол основан на использовании модификаторов излучения в контексте лучевой терапии и рака. Этот метод может быть легко использован для проверки воздействия различных лекарств на облученные и контрольные (необлученные) эмбрионы, таким образом, идентифицируя препараты как радиосенсибилизирующие или защитные препараты. Несмотря на то, что эта методология используется в большинстве экспериментов по скринингу лекарственных средств, детали эксперимента и оценка токсичности на фоне рентгеновского излучения ограничены или рассматриваются лишь вскользь, что затрудняет его выполнение. В настоящем протоколе рассматривается этот вопрос и обсуждается процедура и оценка токсичности с подробной иллюстрацией. Процедура описывает простой подход к использованию эмбрионов рыбок данио для лучевых исследований и радиационного скрининга лекарственных препаратов с высокой надежностью и воспроизводимостью.

Introduction

Рыбка данио-рерио (Danio rerio) – это хорошо известная модель животного, которая широко использовалась в исследованиях в течение последних 3 десятилетий. Это небольшая пресноводная рыбка, которую легко разводить и разводить в лабораторных условиях. Рыбка данио-рерио широко использовалась для различных исследований развития и токсикологических исследований 1,2,3,4,5,6,7,8. Рыбка данио-рерио отличается высокой плодовитостью и коротким эмбриональным образованием; Эмбрионы пригодны для отслеживания различных стадий развития, визуально прозрачны и поддаются различным генетическим манипуляциям и высокопроизводительным скрининговым платформам 9,10,11,12,13,14. Кроме того, рыбка данио-рерио обеспечивает полную и живую визуализацию, для чего процесс ее развития и различные деформации в присутствии различных токсических веществ или факторов могут быть легко изучены с помощью стерео- или флуоресцентной микроскопии 7,15,16.

Лучевая терапия является одним из основных терапевтических режимов, используемых при лечении рака 17,18,19,20,21,22,23,24. Тем не менее, лучевая терапия рака требует потенциальных радиопротекторов для защиты нормальных здоровых клеток от гибели злокачественных клеток или для защиты здоровья человека во время терапии, включающей высокоэнергетические излучения 25,26,27,28,29. С другой стороны, также исследуются мощные радиосенсибилизаторы для повышения эффективности облучения для уничтожения злокачественных клеток, особенно в таргетной и точной терапии30,31,32,33. Таким образом, для валидации мощных радиопротекторов и сенсибилизаторов настоятельно требуется модель, подходящая для скрининга лекарственных препаратов с полувысокой пропускной способностью и измеримо демонстрирующая радиационные эффекты. Несколько доступных моделей используются в радиационных исследованиях и участвуют в экспериментах по скринингу лекарств. Тем не менее, высшие позвоночные животные и даже мыши, наиболее часто используемые in vivo, не подходят для крупномасштабного скрининга лекарств, потому что разработка таких скрининговых экспериментов с этими моделями отнимает много времени, средств и затрудняет. Аналогичным образом, модели клеточных культур идеально подходят для разновидностей высокопроизводительных экспериментов по скринингу лекарств34,35. Однако эксперименты с использованием клеточных культур не всегда прагматичны, воспроизводимы или надежны, поскольку клетки в культуре могут заметно изменять свое поведение в зависимости от условий роста и кинетики. Кроме того, разновидности типов клеток демонстрируют дифференциальную радиационную сенсибилизацию. Примечательно, что 2D и 3D системы культивирования клеток не отражают сценарий всего организма, и, таким образом, полученные результаты могут не соответствовать реальному уровню радиотоксичности36,37. В связи с этим рыбка данио-рерио имеет ряд преимуществ при скрининге на новые радиосенсибилизаторы и радиопротекторы. Простота в обращении, большой размер кладки, короткая продолжительность жизни, быстрое эмбриональное развитие, прозрачность эмбриона и небольшой размер тела делают рыбок данио-рерио подходящей моделью для крупномасштабного скрининга лекарств. Благодаря вышеперечисленным преимуществам, эксперименты можно легко повторить за короткое время, а эффект можно легко наблюдать под препарирующим микроскопом в многолуночных планшетах. Таким образом, рыбка данио-рерио набирает популярность в исследованиях по скринингу наркотиков, включающих радиационные исследования38,39.

Потенциал рыбок данио-рерио в качестве подлинной модели для скрининга модификаторов излучения был продемонстрирован в различных исследованиях 40,41,42,43,44,45. Сообщалось о радиопротекторном эффекте потенциальных радиомодификаторов, таких как наночастицы DF1, амифостин (WR-2721), белки репарации ДНК KU80 и ATM, а также трансплантированные гемопоэтические стволовые клетки, а также эффекты радиосенсибилизаторов, таких как флавопиридол и AG1478, в модели рыбок данио-рерио 19,41,42,43,44,45,46. С помощью этой же системы оценивали радиопротекторный эффект DF-1 (фуллереновой наночастицы) как на системном, так и на органоспецифическом уровнях, а также дополнительно изучали использование эмбрионов рыбок данио для скрининга радиопротекторов47. Недавно сообщалось, что мед Келулут является радиопротектором для эмбрионов рыбок данио, и было обнаружено, что он увеличивает выживаемость эмбрионов и предотвращает органоспецифическое повреждение, повреждение клеточной ДНК и апоптоз48.

Аналогичным образом, радиопротекторные эффекты полимеров, полученных в результате реакции Ханча, были проверены на эмбрионах рыбок данио в ходе высокопроизводительного скрининга, и защита была в основном обеспечена защитой клетокот повреждения ДНК. В одном из предыдущих исследований липофильный статин флувастатин был обнаружен в качестве потенциального радиосенсибилизатора с использованием модели рыбок данио-рерио с таким подходом50. Точно так же наночастицы золота считаются идеальным радиосенсибилизатором и использовались во многих исследованиях51,52.

Эмбриональное развитие рыбок данио включает в себя расщепление в первые 3 часа, в течение которых одноклеточная зигота делится на 2 клетки, 4 клетки, 8 клеток, 16 клеток, 32 клетки и 64 клетки, которые легко идентифицировать с помощью стереомикроскопа. Затем он достигает стадии бластулы со 128 клетками (2,25 ч после оплодотворения, hpf), где клетки удваиваются каждые 15 минут и проходят следующие стадии: 256 клеток (2,5 hpf), 512 клеток (2,75 hpf) и достижение 1000+ клеток всего за 3 часа (рис. 1). Через 4 ч яйцо достигает стадии сферы, после чего в зародышевой массе 7,53,54 образуется куполообразная форма. Гаструляция у рыбок данио-рерио начинается с 5,25 hpf54, где она достигает стадии щита. Щиток ясно указывает на быстрое конвергентное движение клеток в одну сторону от зародышевого кольца (рис. 1) и является заметной и отчетливой фазой гаструляции эмбрионов, которую можно легко идентифицировать53,54. Несмотря на то, что радиационное воздействие на эмбрионы может быть осуществлено на любой стадии их развития, радиационное облучение во время гаструляции может иметь более отчетливые морфологические изменения, способствующие лучшему считыванию радиационно-индуцированной токсичности55; Аналогичным образом, введение препаратов эмбрионам может быть начато уже с 2 HPF54.

Protocol

Настоящее исследование было проведено с предварительного одобрения и в соответствии с руководящими принципами Институционального комитета по этике животных Института наук о жизни, Бхубанешвар. Все содержание и разведение данио-рерио проводилось в помещении для выращивания рыбы при …

Representative Results

Общая компоновка протокола показана на рисунке 2. Влияние радиации и характеристика в зависимости от дозы оценивались с помощью следующих анализов. Оценка токсичности, вызванной рентгеновским излучениемС помощью стереомикроскопа б?…

Discussion

Рыбки данио-рерио используются в качестве ценных моделей во многих исследованиях, в том числе в нескольких видах исследований рака. Эта модель предоставляет полезную платформу для широкомасштабного скрининга на наркотики67,68. Как и любой другой метод оц?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Лаборатория SS и лаборатория RKS финансируются за счет грантов DBT и SERB, Индия. APM является стипендиатом ICMR правительства Индии. DP является стипендиатом CSIR правительства Индии. ООН является стипендиатом DST-Inspire правительства Индии. Рисунок 2 был сгенерирован с помощью Biorender (https://biorender.com).

Materials

6 Well plates Corning CLS3335 Polystyrene
B.O.D Incubator Oswald JRIC-10
Calcium Chloride Fisher Scientific 10101-41-4
Dissecting Microscope Zeiss Stemi 2000
External Tank for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTE Polycarbonate
Glass petriplates Borosil 3165A75 Glass
GraphpadPrism GraphPad Software, Inc. Version 5.01
Kline concavity slides Himedia GW092-1PK Glass
Magnesium Chloride Sigma-Aldrich M8266
Methylene blue hydrate Sigma-Aldrich 66720-100G
Parafilm Tarsons 380020 Paraffin film
Pasteur pipettes Himedia PW1212-1X500NO Polyethylene plastic
Perforated Internal Tank for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTI Polycarbonate
Polycarbonate Divider for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTD Polycarbonate
Polycarbonate Lid for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTL Polycarbonate
Potassium Chloride Sigma-Aldrich P5655
Sodium Chloride Sigma-Aldrich S7653-5KG
Sodium hydroxide pellet SRL 1949181
Stereo Microscope Leica M205FA Leica Model/PN MDG35/10 450 125
X-Rad 225 Precision X-Ray Precision X-Ray X-RAD 225XL

References

  1. Teame, T., et al. The use of zebrafish (Danio rerio) as biomedical models. Animal Frontiers. 9 (3), 68-77 (2019).
  2. Ye, M., Chen, Y. Zebrafish as an emerging model to study gonad development. Computational and Structural Biotechnology Journal. 18, 2373-2380 (2020).
  3. Bambino, K., Chu, J. Zebrafish in Toxicology and Environmental Health. Current Topics in Developmental Biology. 124, 331-367 (2017).
  4. Zhang, C., Willett, C., Fremgen, T. Zebrafish: An animal model for toxicological studies. Current Protocols in Toxicology. , (2003).
  5. Dai, Y. J., et al. Zebrafish as a model system to study toxicology. Environmental Toxicology and Chemistry. 33 (1), 11-17 (2014).
  6. Gamse, J. T., Gorelick, D. A. Mixtures, metabolites, and mechanisms: Understanding toxicology using zebrafish. Zebrafish. 13 (5), 377-378 (2016).
  7. Yesudhason, B. V., et al. Developmental stages of zebrafish (Danio rerio) embryos and toxicological studies using foldscope microscope. Cell Biology International. 44 (10), 1968-1980 (2020).
  8. Cassar, S., et al. Use of zebrafish in drug discovery toxicology. Chemical Research in Toxicology. 33 (1), 95-118 (2020).
  9. Hill, A. J., Teraoka, H., Heideman, W., Peterson, R. E. Zebrafish as a model vertebrate for investigating chemical toxicity. Toxicological Sciences. 86 (1), 6-19 (2005).
  10. McGrath, P., Li, C. Q. Zebrafish: A predictive model for assessing drug-induced toxicity. Drug Discovery Today. 13 (9-10), 394-401 (2008).
  11. Haque, E., Ward, A. C. Zebrafish as a model to evaluate nanoparticle toxicity. Nanomaterials. 8 (7), 561 (2018).
  12. Xia, Q., et al. Psoralen induces developmental toxicity in zebrafish embryos/larvae through oxidative stress, apoptosis, and energy metabolism disorder. Frontiers in Pharmacology. 9, 1457 (2018).
  13. Al-Samadi, A., et al. PCR-based zebrafish model for personalised medicine in head and neck cancer. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 235 (2019).
  14. Van Sebille, Y. Z., Gibson, R. J., Wardill, H. R., Carney, T. J., Bowen, J. M. Use of zebrafish to model chemotherapy and targeted therapy gastrointestinal toxicity. Experimental Biology and Medicine. 244 (14), 1178-1185 (2019).
  15. Heideman, W., Antkiewicz, D. S., Carney, S. A., Peterson, R. E. Zebrafish and cardiac toxicology. Cardiovascular Toxicology. 5 (2), 203-214 (2005).
  16. Sieber, S., et al. Zebrafish as a preclinical in vivo screening model for nanomedicines. Advanced Drug Delivery Reviews. 151-152, 152-168 (2019).
  17. Farrelly, J., McEntee, M. C. Principles and applications of radiation therapy. Clinical Techniques in Small Animal Practice. 18 (2), 82-87 (2003).
  18. Seegenschmiedt, M., Micke, O., Muecke, R. German Cooperative Group on Radiotherapy for Non-malignant Diseases (GCG-BD). Radiotherapy for non-malignant disorders: State of the art and update of the evidence-based practice guidelines. The British Journal of Radiology. 88 (1051), (2015).
  19. Mohan, G., et al. Recent advances in radiotherapy and its associated side effects in cancer-A review. The Journal of Basic and Applied Zoology. 80 (1), 14 (2019).
  20. Jarosz-Biej, M., Smolarczyk, R., Cichoń, T., Kułach, N. Tumor microenvironment as a "game changer" in cancer radiotherapy. International Journal of Molecular Sciences. 20 (13), 3212 (2019).
  21. Chen, H. H. W., Kuo, M. T. Improving radiotherapy in cancer treatment: Promises and challenges. Oncotarget. 8 (37), 62742-62758 (2017).
  22. Garibaldi, C., et al. Recent advances in radiation oncology. Ecancermedicalscience. 11, 785 (2017).
  23. Koka, K., Verma, A., Dwarakanath, B. S., Papineni, R. V. L. Technological advancements in external beam radiation therapy (EBRT): An indispensable tool for cancer treatment. Cancer Management and Research. 14, 1421-1429 (2022).
  24. Citrin, D. E. Recent developments in radiotherapy. The New England Journal of Medicine. 377 (11), 1065-1075 (2017).
  25. Ghani, S., et al. Recent developments in antibody derivatives against colorectal cancer; A review. Life Sciences. 265, 118791 (2021).
  26. Lu, L., Shan, F., Li, W., Lu, H. Short-term side effects after radioiodine treatment in patients with differentiated thyroid cancer. BioMed Research International. 2016, 4376720 (2016).
  27. Szejk, M., Kołodziejczyk-Czepas, J., Żbikowska, H. M. Radioprotectors in radiotherapy – Advances in the potential application of phytochemicals. Postepy Higieny i Medycyny Doswiadczalnej. 70, 722-734 (2016).
  28. Citrin, D., et al. Radioprotectors and mitigators of radiation-induced normal tissue injury. The Oncologist. 15 (4), 360-371 (2010).
  29. Jairam, V., et al. Treatment-related complications of systemic therapy and radiotherapy. JAMA Oncology. 5 (7), 1028-1035 (2019).
  30. Gong, L., Zhang, Y., Liu, C., Zhang, M., Han, S. Application of radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 16, 1083-1102 (2021).
  31. Wardman, P. Chemical radiosensitizers for use in radiotherapy. Clinical Oncology. 19 (6), 397-417 (2007).
  32. Citrin, D. E. Radiation modifiers. Hematology/Oncology Clinics of North America. 33 (6), 1041-1055 (2019).
  33. Citrin, D. E., Mitchell, J. B. Altering the response to radiation: sensitizers and protectors. Seminars in Oncology. 41 (6), 848-859 (2014).
  34. Caragher, S., Chalmers, A. J., Gomez-Roman, N. Glioblastoma’s next top model: Novel culture systems for brain cancer radiotherapy research. Cancers. 11 (1), 44 (2019).
  35. Wang, J. S., Wang, H. J., Qian, H. L. Biological effects of radiation on cancer cells. Military Medical Research. 5 (1), 20 (2018).
  36. Serrano Martinez, P., et al. Mouse parotid salivary gland organoids for the in vitro study of stem cell radiation response. Oral Diseases. 27 (1), 52-63 (2021).
  37. Martin, M. L., et al. Organoids reveal that inherent radiosensitivity of small and large intestinal stem cells determines organ sensitivity. 암 연구학. 80 (5), 1219-1227 (2020).
  38. Szabó, E. R., et al. Radiobiological effects and proton RBE determined by wildtype zebrafish embryos. PLoS One. 13 (11), 0206879 (2018).
  39. Hurem, S., et al. Dose-dependent effects of gamma radiation on the early zebrafish development and gene expression. PLoS One. 12 (6), 0179259 (2017).
  40. Lu, B., Hwang, M., Yong, C., Moretti, L. Zebrafish as a model system to screen radiation modifiers. Current Genomics. 8 (6), 360-369 (2007).
  41. Curran, W. . Seminars in radiation oncology. 12 (1), 2-4 (2002).
  42. McAleer, M. F., et al. Novel use of zebrafish as a vertebrate model to screen radiation protectors and sensitizers. International Journal of Radiation Oncology – Biology – Physics. 61 (1), 10-13 (2005).
  43. Bladen, C. L., Lam, W. K., Dynan, W. S., Kozlowski, D. J. DNA damage response and Ku80 function in the vertebrate embryo. Nucleic Acids Research. 33 (9), 3002-3010 (2005).
  44. Geiger, G. A., et al. Zebrafish as a "biosensor"? Effects of ionizing radiation and amifostine on embryonic viability and development. 암 연구학. 66 (16), 8172-8181 (2006).
  45. Kelland, L. R. Flavopiridol, the first cyclin-dependent kinase inhibitor to enter the clinic: Current status. Expert Opinion on Investigational Drugs. 9 (12), 2903-2911 (2000).
  46. Prasanna, P. G., et al. Radioprotectors and radiomitigators for improving radiation therapy: The Small Business Innovation Research (SBIR) gateway for accelerating clinical translation. Radiation Research. 184 (3), 235-248 (2015).
  47. Daroczi, B., et al. In vivo radioprotection by the fullerene nanoparticle DF-1as assessed in a zebrafish model. Clinical Cancer Research. 12 (23), 7086-7091 (2006).
  48. Adenan, M. N. H., et al. Radioprotective effects of Kelulut honey in zebrafish model. Molecules. 26 (6), 1557 (2021).
  49. Liu, G., et al. High-throughput preparation of radioprotective polymers via Hantzsch’s reaction for in vivo X-ray damage determination. Nature Communications. 11 (1), 1-11 (2020).
  50. Mohapatra, D., et al. Fluvastatin sensitizes pancreatic cancer cells toward radiation therapy and suppresses radiation- and/or TGF-β-induced tumor-associated fibrosis. Laboratory Investigation. 102 (3), 298-311 (2022).
  51. Chen, Y., Yang, J., Fu, S., Wu, J. Gold nanoparticles as radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 15, 9407-9430 (2020).
  52. Ma, N., et al. Enhanced radiosensitization of gold nanospikes via hyperthermia in combined cancer radiation and photothermal therapy. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (42), 28480-28494 (2016).
  53. Hosen, M. J., et al. Zebrafish models for ectopic mineralization disorders: Practical issues from morpholino design to post-injection observations. Frontiers in Genetics. 4, 74 (2013).
  54. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Developmental Dynamics. 203 (3), 253-310 (1995).
  55. Zhou, R., et al. The effects of x-ray radiation on the eye development of zebrafish. Human & Experimental Toxicology. 33 (10), 1040-1050 (2014).
  56. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: An introduction. Journal of Visualized Experiments. (69), e4196 (2012).
  57. Braunbeck, T., et al. Towards an alternative for the acute fish LC(50) test in chemical assessment: The fish embryo toxicity test goes multi-species — An update. ALTEX. 22 (2), 87-102 (2005).
  58. Nagel, R. DarT: The embryo test with the zebrafish Danio rerio–A general model in ecotoxicology and toxicology. ALTEX. 19, 38-48 (2002).
  59. Aspatwar, A., Hammaren, M. M., Parikka, M., Parkkila, S. Rapid evaluation of toxicity of chemical compounds using zebrafish embryos. Journal of Visualized Experiments. (150), e59315 (2019).
  60. Gence, L., et al. Hypericum lanceolatum Lam. Medicinal plant: Potential toxicity and therapeutic effects based on a zebrafish model. Frontiers in Pharmacology. 13, 832928 (2022).
  61. OECD. Test No. 203: Fish, Acute Toxicity Test. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals., Section 2. , (2019).
  62. Li, X., et al. Toxic effects and foundation of proton radiation on the early-life stage of zebrafish development. Chemosphere. 200, 302-312 (2018).
  63. Si, J., et al. Effects of ionizing radiation and HLY78 on the zebrafish embryonic developmental toxicity. Toxicology. 411, 143-153 (2019).
  64. Si, J., et al. Toxic effects of (56)Fe ion radiation on the zebrafish (Danio rerio) embryonic development. Aquatic Toxicology. 186, 87-95 (2017).
  65. Pucci, G., Forte, G. I., Cavalieri, V. Evaluation of epigenetic and radiomodifying effects during radiotherapy treatments in zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 22 (16), 9053 (2021).
  66. Song, Z., et al. Isoliquiritigenin triggers developmental toxicity and oxidative stress-mediated apoptosis in zebrafish embryos/larvae via Nrf2-HO1/JNK-ERK/mitochondrion pathway. Chemosphere. 246, 125727 (2020).
  67. Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: From preclinical modelling to clinical trials. Nature Reviews Drug Discovery. 20 (8), 611-628 (2021).
  68. Rosa, J. G. S., Lima, C., Lopes-Ferreira, M. Zebrafish larvae behavior models as a tool for drug screenings and pre-clinical trials: A review. International Journal of Molecular Sciences. 23 (12), 6647 (2022).
  69. Kong, E. Y., Cheng, S. H., Yu, K. N. Biphasic and triphasic dose responses in zebrafish embryos to low-dose 150 kV X-rays with different levels of hardness. Journal of Radiation Research. 57 (4), 363-369 (2016).
check_url/kr/64233?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Mohapatra, A. P., Parida, D., Mohapatra, D., Nayak, U., Swain, R. K., Senapati, S. Zebrafish Larvae as a Model to Evaluate Potential Radiosensitizers or Protectors. J. Vis. Exp. (186), e64233, doi:10.3791/64233 (2022).

View Video