Summary
Hier presenteren we een protocol voor de intra-cardiale injectie van menselijke prostaatkankercellen om een muismodel met botmetastaselaesies te genereren.
Abstract
Als de meest voorkomende mannelijke maligniteit staat prostaatkanker (PC) op de tweede plaats in mortaliteit, voornamelijk als gevolg van een 65% -75% botmetastase. Daarom is het essentieel om het proces en de gerelateerde mechanismen van prostaatkanker botmetastase te begrijpen voor het ontwikkelen van nieuwe therapieën. Hiervoor is een diermodel van botmetastase een essentieel hulpmiddel. Hier rapporteren we gedetailleerde procedures om een botmetastase-muismodel te genereren via intra-cardiale injectie van prostaatkankercellen. Een bioluminescentiebeeldvormingssysteem kan bepalen of prostaatkankercellen nauwkeurig in het hart zijn geïnjecteerd en de metastase van kankercellen volgen, omdat het grote voordelen heeft bij het volgen van de ontwikkeling van metastatische laesies. Dit model repliceert de natuurlijke ontwikkeling van gedissemineerde kankercellen om micrometastasen in het bot te vormen en imiteert het pathologische proces van botmetastasen van prostaatkanker. Het biedt een effectief hulpmiddel voor verdere verkenning van de moleculaire mechanismen en de in vivo therapeutische effecten van deze ziekte.
Introduction
Prostaatkanker is de meest voorkomende kanker bij mannen in 112 landen en staat op de tweede plaats voor sterfte in landen met een hogere menselijke ontwikkelingsindex 1,2. De meeste sterfgevallen bij prostaatkankerpatiënten worden veroorzaakt door metastase en ongeveer 65% -75% van de gevallen zal botmetastase ontwikkelen 3,4. Daarom zijn preventie en behandeling van botmetastasen van prostaatkanker dringend nodig om de klinische uitkomst van prostaatkankerpatiënten te verbeteren. Het diermodel van botmetastase is een onmisbaar hulpmiddel voor het verkennen van het meertrapsproces en de moleculaire mechanismen die betrokken zijn bij elke fase van botmetastasen van prostaatkanker, waardoor therapeutische doelen worden geïdentificeerd en nieuwe therapieën worden ontwikkeld5.
De meest voorkomende methoden om experimentele diermodellen van prostaatkanker botmetastase te genereren, zijn de orthotopie, intradiafyse (zoals intra-tibiaal) en intra-cardiale injectie van prostaatkankercellen. Het botmetastasemodel met orthotopische injectie wordt gegenereerd door prostaatkankercellen direct in de prostaat van een muiste injecteren 6,7. Dit experimentele diermodel heeft zeer vergelijkbare klinische kenmerken als prostaatkanker botmetastase. De uitzaaiingen gebeuren echter vooral in de oksellymfeklier en de long in plaats van in het bot 8,9. Het intra-tibiale injectiemodel voor prostaatkanker injecteert direct prostaatkankercellen in het scheenbeen met een hoge tumorvormingssnelheid in het bot (tibia)10,11; De botcortex en beenmergholte zijn echter gemakkelijk beschadigd. Bovendien kan de tibiale injectiemethode het pathologische proces van prostaatkanker botmetastase niet stimuleren, waarbij de kankercellen het bot koloniseren door circulatie. Om de circulatie, vasculaire extravasatie en metastase op afstand met een hogere botmetastasesnelheid van kankercellen te onderzoeken, is een intra-cardiale injectietechniek ontwikkeld door prostaatkankercellen rechtstreeks in de linkerkamer van de muiste injecteren 8,12,13. Dit maakt het een waardevol diermodel voor botmetastaseonderzoek8. De intra-cardiale injectiemethode toont een botmetastasesnelheid van ongeveer 75%9,14, veel hoger dan de orthotopische injectiemethode. Daarom is de intra-cardiale injectie een ideale methode om een diermodel te genereren met prostaatkanker botmetastasen.
Dit werk is bedoeld om het proces te beschrijven van het vaststellen van een muismodel van prostaatkanker botmetastasen, waardoor lezers de modelvestiging kunnen visualiseren. Het huidige werk biedt gedetailleerde processen, voorzorgsmaatregelen en illustratieve foto's om een botmetastase xenograftmodel te genereren via intra-cardiale injectie van menselijke prostaatkankercellen in athymische muizen. Deze methode biedt een effectief hulpmiddel voor het verder onderzoeken van de moleculaire mechanismen en de in vivo therapeutische effecten van prostaatkanker botmetastasen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Zes tot acht weken oude mannelijke BALB/c athymische muizen (n = 10) werden gehuisvest in individueel geventileerde muizenkooien (5 muizen/kooi) in een specifiek pathogeenvrije (SPF) dierenkamer onder de omstandigheden van 12 uur licht/donker cyclus, met vrije toegang tot SPF-voer en steriel water. Muizen werden een week voor de experimenten adaptief gevoed. Alle dierproeven werden goedgekeurd door de dierenwelzijnscommissie van de Shanghai University of Traditional Chinese Medicine.
1. Celvoorbereiding
- Was op de dag van injectie van prostaatkankercellen 80% -90% confluent luciferase gelabeld PC-3-cellen (PC-3-luciferase) gekweekt in een celkweekschaal van 10 cm met pre-koude steriele PBS (pH 7,4) tweemaal. Trypsinize gedurende 3 minuten met 1,5 ml 0,25% trypsine en verzamel de cellen in een centrifugebuis van 15 ml na het blussen van de trypsine met 6 ml F-12-medium met 10% serum.
OPMERKING: De PC-3-luciferase cellijn is afgeleid van de PC-3 cellijn na te zijn getransfecteerd met de pLV-luciferase vector15. - Gebruik een automatische celteller en bereken de celconcentratie door 20 μL van de celsuspensie over te brengen naar de celtelplaat (zie Materiaaltabel).
- Centrifugeer de cellen op 800 x g bij kamertemperatuur (RT) gedurende 5 minuten.
- Gebruik een pipet om het supernatant weg te gooien en de celpellet in F-12-medium (zie tabel met materialen) te resuspenderen tot een uiteindelijke celdichtheid van 1 x 107 cellen / ml.
- Houd de cellen te allen tijde op ijs tot de injectie.
- Breng de cellen naar de operatiekamer en voltooi de celinjectie binnen 2 uur.
OPMERKING: Bereid extra celsuspensies voor (meestal verdubbelde volumes indien nodig) om nauwkeurige injectiedoses te garanderen (bijvoorbeeld om de dode ruimtes in de spuiten te vermijden).
2. Chirurgie voor intra-cardiale injectie van de menselijke prostaatkankercellen
OPMERKING: Het chirurgische apparaat dat wordt gebruikt voor intra-cardiale injectie is een spuit van 1 ml (figuur 1). Zorg voor thermische ondersteuning tijdens de procedure tot het herstel van het dier van de anesthesie.
- Houd de muis in de SPF-dierenkamer. Voer alle procedures uit met gesteriliseerde apparaten in een aseptische kast.
- Verdoof de muis met 2% isofluraan met 98% zuurstof onder een zuurstofdebiet van 2 L/min.
OPMERKING: Smeer een kleine hoeveelheid oftalmische zalf op de ogen van de muis om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen. Voer de hele operatie uit in een goed geventileerde ruimte. Zorg ervoor dat de muis diep verdoofd is door de tenen van de muis dicht te knijpen voordat de cel wordt geïnjecteerd. Als de reacties (bijvoorbeeld een schok of spiertrekking) blijven bestaan, wacht dan op extra tijd voordat de anesthesie effect heeft. - Plaats de muis in rugligging en immobiliseer beide bovenste ledematen loodrecht van de middellijn af (figuur 2A).
- Immobiliseer de muis van de buik naar beneden met chirurgisch plakband. Vermijd hard drukken en de inwendige organen verplaatsen (figuur 2B).
OPMERKING: Het handhaven van de topografische anatomie (d.w.z. fixeren met plakband) is essentieel omdat de intra-cardiale injectie blind is (d.w.z. de nauwkeurige injectieplaats op het hart is onzichtbaar voor het blote oog). - Desinfecteer de huid van de thorax met een 70% ethanoldoekje.
- Identificeer het xiphoid-proces van de muis in de depressie aan het laagste uiteinde van het middenborstbeen door het midden van de voorste borstwand te palperen. Identificeer de halsinkeping van de muis in de centrale depressie aan de bovenrand van het manubrium door omhoog te palperen vanuit het midden van de voorste borstwand.
- Label het meest inferieure punt van het xiphoid-proces en de jugulaire inkeping met een markeerstift (figuur 2A). Maak een derde markering in het midden van deze twee oriëntatiepunten en iets naar rechts (links van het dier) net over het hart in de derde intercostale ruimte.
OPMERKING: De injectieplaats bevindt zich 1-2 mm links van de middellijn en het injectiepunt bevindt zich tussen de derde en vierde rib van de muis (figuur 2A). - Laad 200 μL van de celsuspensie in een spuit van 1 ml.
OPMERKING: Houd een luchtbel in de spuit, zoals weergegeven in figuur 2C, om ervoor te zorgen dat het bloed pulseert. De celsuspensie moet grondig worden gemengd voordat deze wordt geladen. - Steek verticaal een naald van 26 G door de injectieplaats (figuur 2D).
- Houd de hand die de spuit vasthoudt stabiel op tafel, of gebruik de andere hand om hem stabiel te houden. Zorg ervoor dat de lange as van de spuit loodrecht op de injectieplaats staat en plaats de spuit ongeveer 2 mm subcutaan.
- Felrode bloedpulsatie is zichtbaar in de naaldnaaf en/of celsuspensie wanneer de naaldpunt correct in de linkerkamer wordt ingebracht. Als de bloedpulsatie onzichtbaar is, bevindt de naaldpunt zich niet in het hart. Trek de naald in en vervang deze (voor het geval de bloedstolling in de naald de bloedpulsatie stopt). Steek de naald nogmaals in.
- Injecteer de cellen. Injecteer de celsuspensie (100 μL) zeer langzaam gedurende 40-60 s en houd de hand die de spuit vasthoudt de hele tijd stabiel.
OPMERKING: Houd de celsuspensie in de spuit goed in de gaten en injecteer de luchtbel in de spuit niet in het hart. - Oefen gedurende 15 s druk uit op de injectieplaats met een droog wattenstaafje om hemostase te garanderen wanneer de naald wordt ingetrokken.
- Breng de muis terug naar de schone kooi en controleer het dier totdat het volledig herstelt van de anesthesie.
- Stel de muis binnen 24 uur na injectie een in vivo bioluminescentiesysteem voor om ervoor te zorgen dat de kankercellen in de systemische circulatie zijn gekomen.
OPMERKING: Correct geïnjecteerde kankercellen komen de arteriële circulatie binnen via de linker hartkamer, wat te zien is aan de bioluminescentiesignalering die zichtbaar is over het hele lichaam (zie bijvoorbeeld figuur 3A). - Voer in vivo bioluminescentiebeeldvorming uit.
- Schakel het instrument en de computer in. Open de software wanneer de aan/uit-indicator op het instrument en de computer helderder wordt en open vervolgens het venster Beeldacquisitie .
- Identificeer het in vivo beeldvormingssysteem dat op de computer is aangesloten in het apparaatvenster. Plaats de af te beelden muis in rugligging in de beeldkamer. Sluit vervolgens de deur van de beeldvormingskamer.
- Stel de parameters in het deelvenster Instellingen in het venster Beeldacquisitie in.
- Stel de parameters in met Lens > Zoom > 1x, Lens > Focus > 108 en Lens > Iris > F 2.8 om de beelden duidelijk te maken.
- Stel het opnamekanaal in Filter&Licht: Filter&> Filter > Luminescentie, Filter&> Licht > UIT en Filter&Light > Light Intensity > Middle.
- Stel het type afbeelding in dat moet worden gemaakt: Imaging > Type > Single-Frame, Imaging > Exposure Time > 500 ms, Imaging > HDR-modus > Low GainMode. Klik op de knop Verkrijgen om de afbeelding te verkrijgen.
- Visualiseer de gemetastaseerde kankergroei met in vivo bioluminescentie.
OPMERKING: Injecteer op elk tijdstip van de visualisatie intraperitoneaal 200 μL van het luciferinesubstraat in een muis van 20 g (150 mg / kg) en wacht 15 minuten vóór de anesthesie (2% isofluraan gemengd met 98% zuurstof in een inductiekamer). Plaats de muis op het platform van het bioluminescentiebeeldvormingssysteem. Handhaaf de anesthesie door middel van een neusmasker met 2% isofluraan.
3. Pathologisch onderzoek
- Vier weken na de celinjectie, offer de muis door CO 2-inhalatie en vervolgens cervicale dislocatie.
- Immobiliseer de muis in rugligging. Maak een verticale incisie (ongeveer 6 cm) van de buik naar de thorax met een chirurgische schaar om alle organen in de buik en thorax bloot te leggen en grof te onderzoeken op kankerachtige laesies en / of pathologische veranderingen.
OPMERKING: Voor een intra-cardiale kankercelinjectiestudie suggereren kankerlaesies in het mediastinum naast het hart verkeerd geïnjecteerde kankercellen (cellen die niet in de linker hartkamer worden geïnjecteerd); daarom worden deze muizen niet opgenomen in de uiteindelijke gegevensverzameling. - Snijd de uitgezaaide tumoren weg met een schaar. Meet de lange diameters (a) en korte diameters (b) van de tumor met behulp van remklauwen om het tumorvolume (V) te berekenen met behulp van de formule V = 1/2 × a ×b 2, en weeg de tumor met behulp van een elektronische weegschaal.
- Fixeer de tumorweefsels in 10% formaline-oplossing gevolgd door inbedding in paraffine. Als alternatief, snap-freeze de tumoren in vloeibare stikstof.
- Snijd de botten (achterpoten, wervels en/of ribben) weg met gemetastaseerde laesies. Bevestig het monster van elke muis in een buis van 50 ml met 20 ml 10% formaline-oplossing gedurende 24 uur na het verwijderen van de huid en spieren, gevolgd door ontkalking gedurende 14 dagen in 10% EDTA-oplossing met frequente bufferwissel (elke 3 dagen).
- Sluit het monster in paraffine in en snijd de monsters voor het routinematige histologische onderzoek16.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Bioluminescentie beeldvorming biedt enorme voordelen bij het monitoren van de ontwikkeling van metastatische laesies voor een intra-cardiale injectiemodel. Kort na de injectie met kankercellen (binnen 24 uur) werd bioluminescentiebeeldvorming gebruikt om de kankercellen te visualiseren die de algemene circulatie binnendringen (figuur 3A). Duidelijke bioluminescentiesignalering over het hele lichaam zal worden gezien wanneer de kankercellen op de juiste manier in de arteriële circulatie worden geïnjecteerd. Gegevens van muizen die alleen bioluminescentiesignalen op de injectieplaats (hart) vertonen, moeten worden uitgesloten van de uiteindelijke gegevensverzameling. Gemetastaseerde laesies in de achterpoten werden waargenomen (figuur 3B-D) 2 weken na de celinjectie. Naarmate de tijd vorderde, werden de gemetastaseerde laesies groter en verschenen ze op andere plaatsen, waaronder het borstbeen, de ribben en de onderkaak.
De röntgenfoto's toonden botvernietiging die de metastatische laesies in het bot vertegenwoordigde (figuur 4A). Botvernietiging werd ook gedetecteerd door micro-CT-scanning. Micro-CT-scanning werd uitgevoerd in 3D-modus met behulp van een micro-CT (μCT80) geassocieerd met 3Dcalc, kegelreconstructie en een modelvisualisatiesoftwaretoepassing. Een reconstructie van de bitmapgegevens werd verkregen om het 3D-model te bouwen. Een representatief micro-CT-beeld van de botdestructie in het proximale scheenbeen is weergegeven in figuur 4B. De gemetastaseerde laesies werden verder bevestigd in paraffine-ingebedde weefsels door H &E-kleuring (figuur 4C).
Figuur 1: Chirurgische apparatuur. Een spuit van 1 ml. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Intra-cardiale injectie van prostaatkankercellen . (A) Het paneel illustreert de jugulaire inkeping, het xiphoid-proces, de ribbenkast (onderste marge) en de middellijn. De injectieplaats bevindt zich op gelijke afstand van het xiphoid-proces en de jugulaire inkeping. (B) Chirurgische tape wordt horizontaal over de buik gebruikt om beweging van de muis tijdens de injectie te voorkomen. (C) Een spuit gevuld met de celsuspensie en de aanwezigheid van een luchtbel. De luchtbel helpt om de bloedpulsatie te visualiseren. (D) De naald wordt verticaal door de injectieplaats ingebracht. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Bevestiging van het intra-cardiale injectiemodel met een in vivo bioluminescentiebeeldvormingssysteem. (A) In vivo bioluminescentie beeldvorming van een mannelijke athymische muis 24 h na injectie van luciferase gelabelde PC-3-cellen (1 × 106 cellen) in de linker hartkamer. Correct geïnjecteerde kankercellen in de systemische circulatie worden gezien door het bioluminescentiesignaal dat uit het hele lichaam wordt vrijgegeven. (B-D) Bioluminescentiebeelden van een representatieve muis met progressieve metastaseontwikkeling. (B) Een afbeelding van prostaatkankercellen 2 weken na injectie. (C) Een afbeelding van prostaatkankercellen 3 weken na injectie. (D) Een afbeelding van prostaatkankercellen 4 weken na injectie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Verschillende detectiemethoden van door prostaatkankercellen geïnduceerde botmetastasen. (A) Een representatief röntgenbeeld; De rode pijl toont botvernietiging in het proximale scheenbeen. (B) Een representatief micro-CT-beeld van het scheenbeen. (C) H &E-afbeelding van botmetastase van prostaatkankercellen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Intra-cardiale injectie van menselijke prostaatkankercellen om botmetastase te genereren is een ideaal muismodel voor het verkennen van de functies en mechanismen van prostaatkanker botmetastase en het evalueren van de therapeutische werkzaamheid. Studies hebben aangetoond dat botschade hoogstwaarschijnlijk optreedt in het proximale scheenbeen en het distale dijbeen17, wat te wijten kan zijn aan hun hoge vascularisatie en metabole activiteit.
Aangezien botmetastase een vaak waargenomen gemetastaseerde laesie is bij borstkankerpatiënten, wordt het botmetastasemodel geproduceerd door intracardiale injectie van borstkankercellen ook vaak gebruikt in onderzoeken naar borstkanker18,19. Daarom zou het huidige werk kunnen helpen bij het ontwikkelen van een intracardiaal injectie-geproduceerd botmetastasemodel met borst- en prostaatkankercellen.
Voor consistente tumorvorming zijn er enkele belangrijke overwegingen. Cellen moeten zo snel mogelijk na het loslaten van de cultuur worden geïnjecteerd. Muizen moeten worden gerandomiseerd in experimentele groepen na injectie van kankercellen. Het injectievolume moet consistent zijn en dezelfde persoon moet kankercellen injecteren bij alle muizen met dezelfde techniek.
De hele procedure bevat verschillende kritieke stappen. Als de injectieplaats correct is geplaatst, moet gepulseerd bloed tijdens de injectie worden waargenomen. Verlies van stabiliteit van de hand die de spuit vasthoudt en verandering in de naaldpositie tijdens het verplaatsen van de zuiger van de spuit zijn mogelijke problemen. Een spuit met een gekleurde naaf erin maakt de bloedpulsatie gemakkelijk te zien. Als er luchtbellen in de naaldnaaf verschijnen bij het inbrengen van de naald (wat wijst op verkeerd inbrengen in de longen), moet de naald worden verwijderd en opnieuw worden ingebracht na de verplaatsing. Als er geen rode bloedpuls in de naaldnaaf is, maar de persoon die injecteert er zeker van is dat de injectieplaats correct is, trekt u de zuiger van de spuit iets om de injectie in de hartkamer te verifiëren. Het ontbreken van metastase na 2-3 weken kankercelinjectie duidt op misinjectie. Bevestig de circulatie van kankercellen in het hele lichaam door bioluminescentie beeldvorming binnen 24 uur na injectie20. Bioluminescentiesignalering zou door het hele lichaam kunnen worden gezien als kankercellen nauwkeurig in de hartkamer werden geïnjecteerd. Bovendien kunnen de metastatische snelheid, locatie en het aantal gemetastaseerde tumoren verschillen in verschillende cellijnen 8,21.
Na de operatie moeten muizen regelmatig worden gecontroleerd. Als gevolg van de operatie en blootstelling aan anesthesie kunnen muizen aanzienlijk leed ervaren of zelfs sterven. Daarom is de eerste week na de operatie van cruciaal belang en moeten de muizen zorgvuldig worden gecontroleerd. Tijdens een botmetastase-experiment moeten muizen dagelijks worden gecontroleerd op veranderingen in activiteitsniveaus, mobiliteit en het begin van cachexie (een paraneoplastisch syndroom bij muizen dat wordt gekenmerkt door gewichtsverlies, spieratrofie en -zwakte, gebogen uiterlijk en lethargie22,23). Muizen moeten worden geëuthanaseerd wanneer 10% -20% van hun lichaamsgewicht verloren is gegaan; tumorprogressie schaadt de mobiliteit (bijvoorbeeld lange botbreuk, hoofdkanteling, dwarslaesie); of de muizen lijken in ademnood te verkeren24.
Het voordeel van dit model is dat kankercellen die in het bot zijn gedetecteerd, de grond hebben "gezaaid" 25, waardoor de meer natuurlijke progressie van de vorming van micrometastasen van de verspreide kankercellen wordt gerepliceerd. Dit model heeft ook verschillende beperkingen. Dit is een xenograft kankermodel met immunodeficiënte muizen. Dit model is niet gunstig voor het bestuderen van de interactie tussen kankercellen en immuuncellen in de micro-omgeving van botmetastase. Geschat wordt dat ongeveer 30% van de muizen zal sterven tijdens het modelleren; Daarom zal de praktijk het slagingspercentage van modelontwikkeling aanzienlijk verbeteren. Bovendien kan de metastaselaesie ook voorkomen in de hersenen, longen en nieren; De vorming van meerdere metastasen interfereert met de studie van botmetastasemechanismen 9,26,27,28. Hoewel de botmetastasesnelheid veel hoger is door intra-cardiale injectie dan door orthotopische injectie, vertoont de intra-cardiale injectietechniek een botmetastasesnelheid van ongeveer 75% in plaats van 100% 9,14. De lagere efficiëntie kan zijn omdat de geïnjecteerde kankercellen niet in de bloedcirculatie kwamen of de dood van de ontvangende muis tijdens een hartinjectie als gevolg van de naald die het hart of de long doorboorde.
Ondanks deze beperkingen heeft dit gevestigde muismodel van prostaatkanker botmetastase bewezen een uitstekend hulpmiddel te zijn voor het bestuderen van bot- en kankerkruisverwijzing en het evalueren van potentiële therapieën om kankerprogressie te voorkomen en de cyclus van metastase-geïnduceerde botvernietiging te verstoren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Alle auteurs verklaren geen concurrerende financiële belangen te hebben.
Acknowledgments
Dit werk wordt ondersteund door subsidies van het National Key R&D Program of China (2018YFC1704300 en 2020YFE0201600), de National Nature Science Foundation (81973877 en 82174408), de onderzoeksprojecten binnen het budget van de Shanghai University of Traditional Chinese Medicine (2021LK047) en het Shanghai Collaborative Innovation Center of Industrial Transformation of Hospital TCM Preparation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mL syringes and needles | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd | 20200411 | The cells were injected into the ventricles of mice |
| Anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R500IP | Equipment for anesthetizing mice |
| Automatic cell counter | Shanghai Simo Biological Technology Co., Ltd | IC1000 | For counting cells |
| BALB/c athymic mice | Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd. | Male | 6-8 week old, male mice |
| Bioluminescence imaging system | Shanghai Baitai Technology Co., Ltd | Vieworks | For tracking the tumor growth and pulmonary metastasis if the injected cells are labeled by luciferase |
| Centrifuge tube (15 mL, 50 mL) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 430790, Corning | |
| EDTA solution | Wuhan Xavier Biotechnology Co., Ltd | G1105 | For decalcification of bone tissure |
| F-12 medium | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 21700075, GIBCO | Cell culture medium |
| Formalin solution | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | BL539A | For fixing the specimen of each mouse |
| Isoflurane | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | VETEASY | For anesthesia |
| Lipofectamine 2000 | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 11668027, Thermo fisher | Plasmid transfection reagent |
| PC-3 cell line | Cell Bank of Chinese Academy of Sciences | TCHu 158 | Prostate cancer cell line |
| Phosphate-buffered saline | Beyotime Biotechnology | ST447 | Wash the human osteosarcoma cells |
| Trypsin (0.25%) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 25200056, Gibco | For detaching the cells |
| Vector (pLV-luciferase) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | VL3613 | Plasmid for transfection |
| X-ray imaging system | Brook (Beijing) Technology Co., Ltd | FX PRO | For obtaining x-ray images to detect tumor growth |
| μCT80 | Shenzhen Fraun Technology Service Co., Ltd | Scanco Medical AG,Switzerland | For detection of bone destruction. The mico-CT is equipped with 3DCalc, cone reconstruction, and μCT Ray V3.4A model visualization software. |
References
- Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A.
- Sung, H., et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (3), 209-249 (2021).
- Coleman, R. E.
- Macedo, F., et al.
- Rea, D., et al. Mouse models in prostate cancer translational research: From xenograft to PDX. BioMed Research International. 2016, 9750795 (2016).
- Zhang, Y., et al. Real-time GFP intravital imaging of the differences in cellular and angiogenic behavior of subcutaneous and orthotopic nude-mouse models of human PC-3 prostate cancer. Journal of Cellular Biochemistry. 117 (11), 2546-2551 (2016).
- Stephenson, R. A., et al. Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice. Journal of the National Cancer Institute. 84 (12), 951-957 (1992).
- Simmons, J. K., et al.
- Jenkins, D. E., Hornig, Y. S., Oei, Y., Dusich, J., Purchio, T. Bioluminescent human breast cancer cell lines that permit rapid and sensitive in vivo detection of mammary tumors and multiple metastases in immune deficient mice. Breast Cancer Research: BCR. 7 (4), 444-454 (2005).
- Corey, E., et al. Establishment and characterization of osseous prostate cancer models: intra-tibial injection of human prostate cancer cells. The Prostate. 52 (1), 20-33 (2002).
- Andersen, C., Bagi, C. M., Adams, S. W. Intra-tibial injection of human prostate cancer cell line CWR22 elicits osteoblastic response in immunodeficient rats. Journal of Musculoskeletal & Neuronal Interactions. 3 (2), 148-155 (2003).
- Sudhan, D. R., Pampo, C., Rice, L., Siemann, D. W. Cathepsin L inactivation leads to multimodal inhibition of prostate cancer cell dissemination in a preclinical bone metastasis model. International Journal of Cancer. 138 (11), 2665-2677 (2016).
- Jinnah, A. H., Zacks, B. C., Gwam, C. U., Kerr, B. A. Emerging and established models of bone metastasis. Cancers. 10 (6), 176 (2018).
- Simmons, J. K., et al. Canine prostate cancer cell line (Probasco) produces osteoblastic metastases in vivo. The Prostate. 74 (13), 1251-1265 (2014).
- Lamar, J. M., et al. SRC tyrosine kinase activates the YAP/TAZ axis and thereby drives tumor growth and metastasis. The Journal of Biological Chemistry. 294 (7), 2302-2317 (2019).
- Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Molecular Medicine Reports. 18 (1), 945-957 (2018).
- Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow. Cancer Research. 48 (23), 6876-6881 (1988).
- Brylka, L., et al. Spine Metastases in immunocompromised mice after intracardiac injection of MDA-MB-231-SCP2 breast cancer cells. Cancers. 14 (3), 556 (2022).
- Rahman, M. M., Veigas, J. M., Williams, P. J., Fernandes, G. DHA is a more potent inhibitor of breast cancer metastasis to bone and related osteolysis than EPA. Breast Cancer Research and Treatment. 141 (3), 341-352 (2013).
- Park, S. I., Kim, S. J., McCauley, L. K., Gallick, G. E. Pre-clinical mouse models of human prostate cancer and their utility in drug discovery. Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 14, Unit 14.15 (2010).
- Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804 (2016).
- Fearon, K. C., Glass, D. J., Guttridge, D. C. Cancer cachexia: mediators, signaling, and metabolic pathways. Cell Metabolism. 16 (2), 153-166 (2012).
- Waning, D. L., et al. Excess TGF-β mediates muscle weakness associated with bone metastases in mice. Nature Medicine. 21 (11), 1262-1271 (2015).
- Talbot, S. R., et al. Defining body-weight reduction as a humane endpoint: a critical appraisal. Laboratory Animals. 54 (1), 99-110 (2020).
- Paget, S. The distribution of secondary growths in cancer of the breast. Cancer Metastasis Reviews. 8 (2), 98-101 (1989).
- Yin, J. J., et al. TGF-beta signaling blockade inhibits PTHrP secretion by breast cancer cells and bone metastases development. The Journal of Clinical Investigation. 103 (2), 197-206 (1999).
- Schneider, A., et al. turnover mediates preferential localization of prostate cancer in the skeleton. Endocrinology. 146 (4), 1727-1736 (2005).
- Padalecki, S. S., et al. Chromosome 18 suppresses prostate cancer metastases. Urologic Oncology. 21 (5), 366-373 (2003).
