Geração de camundongos knockout específicos para gordura marrom usando um sistema combinado de RNA guia único Cre-LoxP, CRISPR-Cas9 e vírus adenoassociado
Summary
Neste protocolo, descrevemos os procedimentos técnicos para gerar camundongos knockout específicos para tecido adiposo marrom (BAT) utilizando um sistema combinado de RNA guia único (sgRNA) Cre-LoxP, CRISPR-Cas9 e vírus adenoassociado (AAV). As etapas descritas incluem o planejamento dos sgRNAs, a preparação das partículas de AAV-sgRNA e a microinjeção de AAV nos lóbulos BAT.
Abstract
O tecido adiposo marrom (BAT) é um depósito adiposo especializado em dissipação de energia que também pode servir como órgão endócrino através da secreção de moléculas bioativas. A criação de camundongos knockout específicos para MTD é uma das abordagens mais populares para entender a contribuição de um gene de interesse para a regulação de energia mediada por BAT. A estratégia convencional de direcionamento gênico utilizando o sistema Cre-LoxP tem sido a principal abordagem para gerar camundongos knockout tecido-específicos. No entanto, essa abordagem é demorada e tediosa. Aqui, descrevemos um protocolo para o knockout rápido e eficiente de um gene de interesse em MTD usando um sistema combinado de Cre-LoxP, CRISPR-Cas9 e RNA guia único (sgRNA) de vírus adenoassociado (AAV). A MTD interescapular está localizada na camada profunda entre os músculos. Assim, as MTD devem ser expostas para injetar o VAT de forma precisa e direta nas MTD dentro do campo visual. O manuseio cirúrgico adequado é crucial para evitar danos aos nervos e vasos simpáticos, como a veia de Sultzer que se conecta à BAT. Para minimizar o dano tecidual, há uma necessidade crítica de entender a localização anatômica tridimensional da MTD e as habilidades cirúrgicas necessárias nas etapas técnicas. Este protocolo destaca os principais procedimentos técnicos, incluindo o projeto de sgRNAs visando o gene de interesse, a preparação de partículas de AAV-sgRNA e a cirurgia para a microinjeção direta de AAV em ambos os lobos BAT para gerar camundongos knockout específicos para BAT, que podem ser amplamente aplicados para estudar as funções biológicas de genes em BAT.
Introduction
A obesidade está aumentando a uma taxa significativa em todo o mundo, levando a um amplo espectro de doenças metabólicas 1,2,3. O tecido adiposo é fundamental para essas patologias. Os dois tipos funcionalmente distintos de tecido adiposo que existem são o tecido adiposo branco (TAB), que armazena calorias em excesso, e o tecido adiposo marrom (BAT) e sua gordura bege/brite relacionada, que dissipam energia para a termogênese. Embora a MTD tenha sido reconhecida por sua função dissipadora de energia, ela também tem funções endócrinas por meio da produção de moléculas bioativas que regulam o metabolismo em órgãosdistais4,5. Numerosos estudos em roedores têm demonstrado que o aumento da quantidade ou atividade da gordura marrom ou bege leva ao aumento do gasto energético e melhora da sensibilidade à insulina. Em humanos, pessoas com MTD detectável apresentam prevalência significativamente menor de doenças cardiometabólicas6. Assim, as MTD apresentam excelente potencial terapêutico para sequelas metabólicas relacionadas à obesidade 7,8,9.
Para investigar a fisiologia e fisiopatologia do desenvolvimento e função da MTD e elucidar os mecanismos moleculares envolvidos nesses processos, o modelo de camundongos transgênicos específicos para MTD é um método deescolha10. O sistema de recombinação Cre-LoxP é o meio mais comumente usado para produzir camundongos knockout condicionais editando o genoma de camundongos. Esse sistema tem possibilitado a modificação (superexpressão ou knockout) de genes de interesse de forma tecido/célula-específica11. Ele também pode ser utilizado para marcar um tipo específico de célula, expressando um gene repórter fluorescente seletivo.
Recentemente, a abordagem do sistema Cre-LoxP foi desenvolvida combinando a tecnologia CRISPR-Cas9 e o sistema de RNA guia único (sgRNA) do vírus adenoassociado (AAV)12. O sistema CRISPR-Cas9 é uma ferramenta específica e eficiente de edição genética para modificar, regular ou atingir regiões precisas do genoma13. A edição do genoma baseada em CRISPR-Cas9 permite a manipulação genética rápida de loci genômicos porque não requer recombinação homóloga com um vetor de direcionamento genético. As técnicas combinadas de Cre-LoxP, CRISPR-Cas9 e AAV-sgRNA permitem que os pesquisadores entendam as funções gênicas com mais precisão, permitindo a investigação do papel de genes de interesse em momentos desejados em tecidos/células. Além disso, essas técnicas combinadas reduzem o tempo e o esforço necessários para gerar camundongos transgênicos e permitem o controle temporal da atividade de CRISPR-Cas9 para edição induzível do genoma em camundongos se uma linhagem Cre induzível for usada14.
Os vetores AAV são sistemas de liberação gênica in vivo seguros e eficazes. No entanto, os AAVs direcionados ao tecido adiposo têm ficado para trás em relação às aplicações em outros tecidos, como cérebro, coração, fígado e músculo15. Devido à eficiência relativamente baixa da transdução e ao tropismo com vetores sorotípicos de ocorrência natural, a entrega de genes guiados por AAV ao tecido adiposo ainda é um desafio15. Nos últimos 5 anos, nós e outros estabelecemos com sucesso maneiras eficazes e minimamente invasivas de entregar genes guiados por AAV no tecido adiposo e criamos modelos em camundongos que nos permitem obter uma compreensão dos genes envolvidos na regulação da função MTD16,17,18,19. Por exemplo, usando AAV8 para entregar sgRNA visando Alox12, que codifica a 12-lipoxigenase (12-LOX), na MTD dos camundongos Ucp1-Cre/Cas9, descobrimos que a MTD ativada produz metabólitos de 12-LOX, a saber, o ácido 12-hidroxi-eicosapentaenóico (12-HEPE) e o ácido 13R, 14S-dihidroxi docosahexaenóico (maresina 2), para regular o metabolismo da glicose e resolver a inflamação associada à obesidade, respectivamente16, 17º. Aqui, fornecemos um protocolo passo-a-passo sobre os procedimentos técnicos, particularmente a cirurgia para a microinjeção direta de AAV-sgRNA nos lobos BAT, para gerar camundongos knockout específicos para MTD usando o sistema combinado Cre-LoxP, CRISPR-Cas9 e AAV-sgRNA.
Protocol
Representative Results
Discussion
Os métodos publicados existentes para a entrega de genes mediados por AAV para a MTD interescapular não contêm fotos e vídeos detalhados descrevendo as técnicas cirúrgicas e a abordagem para a injeção direta de AAV na BAT. Na maioria dos métodos publicados33,34, o AAV é injetado nos tecidos adiposos ao redor da MTD interescapular em vez da MTD propriamente dita. Assim, existem várias etapas fundamentais nesse protocolo que determinam o sucesso do estud…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este trabalho foi apoiado em parte pelos subsídios dos Institutos Nacionais de Saúde dos EUA (NIH) R01DK122808, R01DK102898 e R01DK132469 (para Y.-H.T.), bem como P30DK036836 (para o Centro de Pesquisa em Diabetes do Joslin Diabetes Center). T. T. foi apoiado pela SUNSTAR Research Fellowship (Hiroo Kaneda Scholarship, Sunstar Foundation, Japão) e pela American Heart Association grant 903968. Y. Z. foi apoiado pela Charles A. King Trust Fellowship. Agradecemos a Sean D. Kodani pela gentileza de revisar o manuscrito.
Materials
| Chemicals, Peptides and Recombinant Proteins | |||
| OPTI-MEM serum-free medium | Invitrogen | 31985 | |
| Polybrene Infection / Transfection Reagent | Sigma | TR-1003-G | |
| TransIT-LT1 Transfection Reagent | Mirus | MIR 2300 | |
| Recombinant DNA | |||
| lentiCRISPR v2 vector | Addgene | 52961 | |
| pAAV-U6-BbsI-gRNA-CB-EmGFP | Addgene | 89060 | |
| pMD2.G envelope plasmid | Addgene | 12259 | |
| psPAX2 packaging plasmid | Addgene | 12260 | |
| Experimental Models: Cell Lines | |||
| HEK-293 cells | ATCC | CRL-1573 | |
| WT-1 cells | Developed in Tseng lab | PMID: 14966273 | |
| Experimental Models: Organisms/Strains | |||
| Cas9 knockin mice | Jackson Laboratories | 24857 | |
| Ucp1-CRE mice | Jackson Laboratories | 24670 | |
| Others | |||
| Banamine | Patterson | 07-859-1323 | |
| Hamilton syringe | Hamilton | Model 710 RN Syringe | |
| Hydrogen peroxide solution | Fisher Scientific | H325-500 | |
| Needle | Hamilton | 32 gauge, small hub RN needle, needle point style 2 | |
| Suture 5-0 Unify PCL25 P-3 Undyed 18 inch Monofilament 12/Bx | Henry Schein | 1273504 | |
| Suture 5-0 Unify Silk P-3 Black 18 inch 12/Bx | Henry Schein | 1294522 |
References
- Kopelman, P. G. Obesity as a medical problem. Nature. 404 (6778), 635-643 (2000).
- Finkelstein, E. A., et al. Obesity and severe obesity forecasts through 2030. American Journal of Preventive Medicine. 42 (6), 563-570 (2012).
- Craft, S. Insulin resistance and Alzheimer’s disease pathogenesis: Potential mechanisms and implications for treatment. Current Alzheimer Research. 4 (2), 147-152 (2007).
- Villarroya, F., Cereijo, R., Villarroya, J., Giralt, M. Brown adipose tissue as a secretory organ. Nature Reviews Endocrinology. 13 (1), 26-35 (2017).
- Scheele, C., Wolfrum, C. Brown adipose crosstalk in tissue plasticity and human metabolism. Endocrine Reviews. 41 (1), 53-65 (2020).
- Becher, T., et al. Brown adipose tissue is associated with cardiometabolic health. Nature Medicine. 27 (1), 58-65 (2021).
- Kajimura, S., Spiegelman, B. M., Seale, P. Brown and beige fat: Physiological roles beyond heat generation. Cell Metabolism. 22 (4), 546-559 (2015).
- Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nature Reviews Endocrinology. 15 (9), 507-524 (2019).
- Darcy, J., Tseng, Y. H. ComBATing aging-does increased brown adipose tissue activity confer longevity. Geroscience. 41 (3), 285-296 (2019).
- da Silva Xavier, G., Hodson, D. J. Mouse models of peripheral metabolic disease. Best Practice & Research Clinical Endocrinology & Metabolism. 32 (3), 299-315 (2018).
- Kim, H., Kim, M., Im, S. K., Fang, S. Mouse Cre-LoxP system: General principles to determine tissue-specific roles of target genes. Laboratory Animal Research. 34 (4), 147-159 (2018).
- Wang, D., Zhang, F., Gao, G. CRISPR-based therapeutic genome editing: Strategies and in vivo delivery by AAV vectors. Cell. 181 (1), 136-150 (2020).
- Sander, J. D., Joung, J. K. CRISPR-Cas systems for editing, regulating and targeting genomes. Nature Biotechnology. 32 (4), 347-355 (2014).
- Dow, L. E., et al. Inducible in vivo genome editing with CRISPR-Cas9. Nature Biotechnology. 33 (4), 390-394 (2015).
- Bates, R., Huang, W., Cao, L. Adipose tissue: An emerging target for adeno-associated viral vectors. Molecular Therapy. Methods & Clinical Development. 19, 236-249 (2020).
- Sugimoto, S., et al. Brown adipose tissue-derived MaR2 contributes to cold-induced resolution of inflammation. Nature Metabolism. 4 (6), 775-790 (2022).
- Leiria, L. O., et al. 12-lipoxygenase regulates cold adaptation and glucose metabolism by producing the omega-3 lipid 12-HEPE from brown fat. Cell Metabolism. 30 (4), 768-783 (2019).
- Shamsi, F., et al. FGF6 and FGF9 regulate UCP1 expression independent of brown adipogenesis. Nature Communications. 11, 1421 (2020).
- Romanelli, S. M., et al. BAd-CRISPR: Inducible gene knockout in interscapular brown adipose tissue of adult mice. Journal of Biological Chemistry. 297 (6), 101402 (2021).
- Doench, J. G., et al. Optimized sgRNA design to maximize activity and minimize off-target effects of CRISPR-Cas9. Nature Biotechnology. 34 (2), 184-191 (2016).
- Sanson, K. R., et al. Optimized libraries for CRISPR-Cas9 genetic screens with multiple modalities. Nature Communications. 9, 5416 (2018).
- Concordet, J. P., Haeussler, M. CRISPOR: Intuitive guide selection for CRISPR/Cas9 genome editing experiments and screens. Nucleic Acids Research. 46, 242-245 (2018).
- Haeussler, M., et al. Evaluation of off-target and on-target scoring algorithms and integration into the guide RNA selection tool CRISPOR. Genome Biology. 17 (1), 148 (2016).
- Sanjana, N. E., Shalem, O., Zhang, F. Improved vectors and genome-wide libraries for CRISPR screening. Nature Methods. 11 (8), 783-784 (2014).
- Tseng, Y. H., Kriauciunas, K. M., Kokkotou, E., Kahn, C. R. Differential roles of insulin receptor substrates in brown adipocyte differentiation. Molecular and Cellular Biology. 24 (5), 1918-1929 (2004).
- Eslami, A., Lujan, J. Western blotting: Sample preparation to detection. Journal of Visualized Experiments. (44), e2359 (2010).
- Brinkman, E. K., Chen, T., Amendola, M., van Steensel, B. Easy quantitative assessment of genome editing by sequence trace decomposition. Nucleic Acids Research. 42 (22), 168 (2014).
- Jarrett, K. E., et al. Somatic genome editing with CRISPR/Cas9 generates and corrects a metabolic disease. Scientific Reports. 7, 44624 (2017).
- Zhang, Y., et al. Optimized RNA-targeting CRISPR/Cas13d technology outperforms shRNA in identifying functional circRNAs. Genome Biology. 22 (1), 41 (2021).
- Fripont, S., Marneffe, C., Marino, M., Rincon, M. Y., Holt, M. G. Production, purification, and quality control for adeno-associated virus-based vectors. Journal of Visualized Experiments. (143), e58960 (2019).
- Jimenez, V., et al. In vivo adeno-associated viral vector-mediated genetic engineering of white and brown adipose tissue in adult mice. Diabetes. 62 (12), 4012-4022 (2013).
- Platt, R. J., et al. CRISPR-Cas9 knockin mice for genome editing and cancer modeling. Cell. 159 (2), 440-455 (2014).
- Huang, W., Queen, N. J., Cao, L. rAAV-mediated gene delivery to adipose tissue. Methods in Molecular Biology. 1950, 389-405 (2019).
- Xue, K., Wu, D., Qiu, Y. Specific and efficient gene knockout and overexpression in mouse interscapular brown adipocytes in vivo. STAR Protocols. 3 (4), 101895 (2022).
