Drosophila Embriyolarında Epitelyal Gerginliğin Ölçümü ile Birlikte Rho1 Aracılı Aktomiyosin Kontraktilitesinin Optogenetik İnhibisyonu
Summary
Aktomiyosin kontraktilitesi hücre ve doku morfogenezinde önemli bir rol oynar. Bununla birlikte, aktomiyosin kontraktilitesini in vivo akut olarak manipüle etmek zordur. Bu protokol, Drosophila embriyolarında Rho1 aracılı aktomiyosin kontraktilitesini hızla inhibe eden ve aktomiyozinin in vivo inaktivasyonundan sonra epitel gerginliğinin ani kaybını ortaya çıkaran bir optogenetik sistemi tanımlar.
Abstract
Aktin ve kas dışı miyozin II (“aktomiyosin kontraktilitesi”) tarafından üretilen kasılma kuvvetleri, hücre bölünmesi, hücre göçü, epitelyal katlanma ve dallanma morfogenezi gibi çoklu uzunluk ölçeklerinde hücrelerin ve dokuların morfolojik değişiklikleri için kritik öneme sahiptir. Aktomiyosin kontraktilitesinin morfogenezdeki rolünün derinlemesine anlaşılması, geleneksel genetik veya farmakolojik yaklaşımlar kullanılarak elde edilmesi zor olan aktomiyosinin hızlı inaktivasyonuna izin veren yaklaşımlar gerektirir. Sunulan protokol, hassas zamansal ve uzamsal kontrollerle Drosophila embriyolarında aktomiyosin kontraktilitesini inhibe etmek için CRY2-CIBN tabanlı bir optogenetik dimerizasyon sistemi olan Opto-Rho1DN’nin kullanımını göstermektedir. Bu sistemde, CRY2, baskın negatif Rho1 formuna (Rho1DN) kaynaştırılırken, CIBN plazma zarına bağlanır. CRY2 ve CIBN’nin mavi ışık aracılı dimerizasyonu, Rho1DN’nin sitoplazmadan plazma membranına hızlı bir şekilde translokasyonuna neden olur ve burada endojen Rho1’i inhibe ederek aktomiyosini inaktive eder. Ek olarak, bu makale, Drosophila ventral karık oluşumu sırasında aktomiyosinin epitelyal gerginlik oluşturmadaki rolünü araştırmak için Opto-Rho1DN aracılı aktomiyosin inaktivasyonunu lazer ablasyonu ile birleştirmek için ayrıntılı bir protokol sunmaktadır. Bu protokol, Drosophila embriyolarında aktomiyozin kontraktilitesini içeren diğer birçok morfolojik sürece minimal modifikasyonlarla uygulanabilir. Genel olarak, bu optogenetik araç, dinamik doku yeniden şekillenmesi sırasında doku mekaniğini kontrol etmede aktomiyosin kontraktilitesinin işlevini incelemek için güçlü bir yaklaşımdır.
Introduction
Kassız miyozin II’nin (bundan böyle ‘miyozin’ olarak anılacaktır) F-aktin ağına uyguladığı kasılma kuvveti olan aktomiyosin kontraktilitesi, hücre şeklini değiştirmede ve doku düzeyinde morfogeneziyönlendirmede en önemli kuvvetlerden biridir 1,2. Örneğin, epitel hücrelerinin apikal alanında aktomiyosin kontraktilitesinin aktivasyonu, epitel katlanması, hücre ekstrüzyonu, delaminasyon ve yara iyileşmesi dahil olmak üzere çeşitli morfogenetik süreçleri kolaylaştıran apikal daralma ile sonuçlanır 3,4,5,6,7 . Miyozinin aktivasyonu, düzenleyici hafif zincirinin fosforilasyonunu gerektirir. Bu modifikasyon, miyozin moleküllerinin inhibitör konformasyonunu hafifleterek, her iki uçta birden fazla baş alanına sahip bipolar miyozin filament demetleri oluşturmalarına izin verir. Bipolar miyozin filamentleri, aktin filamentlerinin anti-paralel hareketini yönlendirir ve kasılma kuvveti 1,8,9 oluşumuna neden olur.
Evrimsel olarak korunmuş Rho ailesi küçük GTPase RhoA (Drosophila’da Rho1), çeşitli hücresel bağlamlarda aktomiyosin kontraktilitesinin aktivasyonunda merkezi bir rol oynar10,11. Rho1, GTP’yi (aktif form) veya GDP’yi (aktif olmayan form) bağlayarak bimoleküler bir anahtar olarak işlev görür12. GTP’ye veya GDP’ye bağlı Rho1 arasındaki döngü, GTPaz aktive edici proteinleri (GAP’ler) ve guanin nükleotid değişim faktörleri (GEF’ler) tarafından düzenlenir13. GEF’ler, GSYİH’nın GTP ile değişimini kolaylaştırma ve böylece Rho1 aktivitesini etkinleştirme işlevi görür. Öte yandan GAP’ler, Rho1’in GTPase aktivitesini arttırır ve böylece Rho1’i devre dışı bırakır. Aktive edilmiş Rho1, aşağı akış efektörleri, Rho ile ilişkili kinaz (Rok) ve Diaphanous14 ile etkileşime girerek ve aktive ederek aktomiyosin kasılmasını teşvik eder. Rok, miyozin15’in düzenleyici hafif zincirini fosforile ederek miyozin aktivasyonunu ve aktomiyosin kasılmasını indükler. Ek olarak, Rok ayrıca miyozin düzenleyici hafif zincir fosfatazı inhibe eder ve dolayısıyla miyozin filament düzeneğini daha da teşvikeder 16. Rok ayrıca, aktive edildiğinde, aktin-depolimerizasyon faktörü kofilin17,18’i fosforile ederek ve inhibe ederek aktinin parçalanmasını önleyen LIM kinazları fosforile edebilir. Diaphanous, aktin polimerizasyonunu destekleyen ve miyozinin 19,20,21 ile etkileşime girmesi için bir temel sağlayan bir formin ailesi aktin nükleatörüdür.
Aktomiyosin kontraktilitesini aktive eden hücresel mekanizmalar iyi aydınlatılmış olsa da, dinamik doku yeniden şekillenmesini düzenlemedeki işlevine ilişkin anlayışımız eksik kalmaktadır. Bu bilgi boşluğunu doldurmak, in vivo olarak belirli doku bölgelerinde aktomiyosini hızla etkisiz hale getirebilen ve doku davranışı ve özellikleri üzerindeki ani etkiyi kaydedebilen yaklaşımlar gerektirir. Bu protokol, Drosophila mezoderm invaginasyonu sırasında aktomiyosin kontraktilitesini akut olarak inhibe etmek için optogenetik bir yaklaşımın kullanımını ve ardından lazer ablasyonu kullanılarak epitel gerginliğinin ölçülmesini açıklar. Drosophila gastrulasyonu sırasında, ventral lokalize mezoderm öncü hücreleri apikal daralmaya uğrar ve ön-arka yönelimli bir karık oluşturarak embriyonun yüzeyinden invaze olur22,23. Ventral olukların oluşumu uzun zamandır epitelyal katlanma mekanizmasını incelemek için bir model olarak kullanılmaktadır. Ventral karık oluşumu, Drosophila24,25,26,27’de dorsal-ventral modelleme sistemi ile uygulanır. Embriyonun ventral tarafında bulunan iki transkripsiyon faktörünün, Twist ve Salyangoz’un ekspresyonu, ventral karık oluşumunu kontrol eder ve mezodermal hücre kaderini belirler28. Twist ve Salyangoz, bir G-proteinine bağlı reseptör yolu ve bir RhoGEF2 adaptör proteini, T48 29,30,31,32,33 yoluyla mezoderm öncü hücrelerinin tepesine Rho1 GEF RhoGEF2’nin alımını aktive eder. Daha sonra, RhoGEF2, Rho-Rho kinaz yolu 34,35,36,37,38,39 yoluyla potansiyel mezodermin apikal yüzeyi boyunca miyozini aktive eder. Aktive miyozin, mezoderm primordiumun apikal yüzeyi boyunca bir supraselüler aktomiyosin ağı oluşturur, kasılmaları apikal daralmaya neden olur ve apikal doku gerginliğinde hızlı bir artışa neden olur 14,37,40.
Bu protokolde tarif edilen optogenetik araç, Opto-Rho1DN, baskın bir negatif Rho1 (Rho1DN) 41 formunun mavi ışığa bağlı plazma membranı alımı yoluyla aktomiyozin kontraktilitesini inhibe eder. Rho1DN’deki bir T19N mutasyonu, mutant proteinin GDP’yi GTP ile değiştirme yeteneğini ortadan kaldırır ve böylece proteini sürekli olarak inaktif hale getirir34. Rho1DN’deki müteakip bir mutasyon olan C189Y, saf membran hedefleme sinyalini42,43 ortadan kaldırır. Rho1DN plazma membranına infüze edildiğinde, Rho1 GEF’lere bağlanır ve onu tutar, böylece Rho1’in aktivasyonunun yanı sıra miyozin ve aktinin Rho1 aracılı aktivasyonunu bloke eder34,44. Rho1DN’nin plazma membranı alımı, Cryptochrome 2 ve onun bağlanma ortağı CIB1’den türetilen ışığa bağlı bir dimerizasyon modülü aracılığıyla sağlanır. Cryptochrome 2, Arabidopsis thaliana45’te mavi ışıkla aktive olan bir Cryptochrome fotoreseptörüdür. Kriptokrom 2, temel bir sarmal-döngü-sarmal proteini olan CIB1’e yalnızca foto-uyarılmış durumundabağlanır 45. Daha sonra, Kriptokrom 2’den (CRY2 PHR, bundan sonra CRY2 olarak anılacaktır) ve CIB1’in (bundan sonra CIBN olarak anılacaktır) N-terminal alanından (aa 1-170) korunmuş N-terminali, fotoliyaz homoloji bölgesinin (PHR) ışık kaynaklı dimerizasyon için önemli olduğu bulunmuştur46. Opto-Rho1DN iki bileşen içerir. İlk bileşen, proteini plazma zarına47 lokalize eden bir CAAX çapası ile kaynaşmış CIBN proteinidir. İkinci bileşen, Rho1DN41 ile kaynaşmış mCherry etiketli CRY2’dir. Mavi ışığın yokluğunda, CRY2-Rho1DN sitoplazmada kalır. Mavi ışık stimülasyonu üzerine, CRY2-Rho1DN, membrana bağlı CIBN ve uyarılmış CRY2 arasındaki etkileşim yoluyla plazma membranına hedeflenir. Opto-Rho1DN, ultraviyole A (UVA) ışığı ve mavi ışık (400-500 nm, 450-488 nm’de tepe aktivasyonu) veya iki foton stimülasyonu41,46,47,48 gerçekleştirirken 830-980 nm darbeli lazer ile aktive edilebilir. Bu nedenle, Opto-Rho1DN, normalde heyecan verici GFP için kullanılan dalga boyları tarafından uyarılır (tek foton görüntüleme için 488 nm ve iki foton görüntüleme için 920 nm). Buna karşılık, heyecan verici mCherry için yaygın olarak kullanılan dalga boyları (tek foton görüntüleme için 561 nm ve iki foton görüntüleme için 1.040 nm) optogenetik modülü uyarmaz ve bu nedenle ön stimülasyon görüntüleme için kullanılabilir. Protokol, numune manipülasyonu sırasında istenmeyen stimülasyon riskini en aza indirmek için kullanılan yaklaşımları açıklar.
Lazer ablasyon, hücrelerdeki ve dokulardaki gerilimi tespit etmek ve ölçmek için yaygın olarak kullanılmaktadır49. Önceki çalışmalar, lazer yoğunluğu uygun şekilde kontrol edildiğinde, femtosaniye yakın kızılötesi lazer kullanan iki fotonlu lazer ablasyonunun, plazma membranı yırtılmasına neden olmadan bazı hücre altı yapıları (örneğin, kortikal aktomiyosin ağları) fiziksel olarak bozabileceğini göstermiştir50,51. Doku gergin ise, doku içindeki ilgilenilen bir bölgenin lazerle ablasyonu, ablasyon bölgesine bitişik hücrelerin hemen dışa doğru geri tepmesine neden olur. Geri tepme hızı, gerilimin büyüklüğünün ve geri tepmeye maruz kalan yapıları çevreleyen ortamın (sitoplazma) viskozitesinin bir fonksiyonudur49. Yakın kızılötesi lazerlerin üstün penetrasyon derinliği ve iyi sınırlandırılmış fokal ablasyon elde etme yeteneği nedeniyle, iki fotonlu lazer ablasyonu, in vivo doku gerginliğini tespit etmek için özellikle yararlıdır. Bu protokolde gösterildiği gibi, bu yöntem, dinamik doku yeniden şekillenmesi sırasında Rho1’e bağımlı hücresel kontraktilitenin doku mekaniği üzerindeki doğrudan etkisini araştırmak için aktomiyosin kontraktilitesinin Opto-Rho1DN aracılı inaktivasyonu ile kolayca birleştirilebilir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu protokol, aktomiyosin kontraktilitesinin inaktivasyonundan hemen sonra doku gerginliğindeki değişiklikleri araştırmak için optogenetik ve lazer ablasyonun birlikte kullanımını tanımladı. Burada tarif edilen optogenetik araç, endojen Rho1 ve Rho1’e bağımlı aktomiyosin kontraktilitesini akut olarak inhibe etmek için baskın negatif Rho1 (Rho1DN) formundan yararlanır. Drosophila ventral karık oluşumu bağlamında Opto-Rho1DN’nin önceki karakterizasyonu, aletin eşzamanlı miyozin inaktivasyon…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Yazarlar, görüntüleme desteği için Ann Lavanway’e teşekkür eder. Yazarlar, reaktifleri paylaştıkları için Wieschaus laboratuvarına ve De Renzis laboratuvarına ve sinek stokları için Bloomington Drosophila Stok Merkezi’ne teşekkür ediyor. Bu çalışma NIGMS ESI-MIRA R35GM128745 ve Amerikan Kanser Derneği Kurumsal Araştırma Hibesi #IRG-82-003-33 tarafından BH’ye desteklenmektedir.
Materials
| 35 mm glass-bottom dish | MatTek | P35G-1.5-10-C | Used for sample preparation |
| 60 mm × 15 mm Petri dish with lid | Falcon | 351007 | Used for sample preparation |
| Black cloth for covering the microscope | Online | NA | Used to avoid unwanted light stimulation |
| Clorox Ultra Germicadal Bleach (8.25% sodium hypochlorite) | VWR | 10028-048 | Used for embryo dechorination |
| CO2 pad | Genesee Scientific | 59-114 | Used for cross set-up |
| ddH2O | NA | NA | Used for sample preparation |
| Dumont Style 5 tweezers | VWR | 102091-654 | Used for sample preparation |
| Eyelash tool (made from pure red sable round brush #2) | VWR | 22940-834 | Used for sample preparation |
| FluoView (Software) | Olympus | NA | Used for image acquisition and optogenetic stimulation |
| Halocarbon oil 27 | Sigma Aldrich | H8773-100ML | Used for embryo stage visualization |
| ImageJ/FIJI | NIH | NA | Used for image analysis |
| MATLAB | MathWorks | NA | Used for image analysis |
| Nikon SMZ-745 stereoscope | Nikon | NA | Used for sample preparation |
| Olympus FVMPE-RS multiphoton microscope with InSight DS Dual-line Ultrafast Lasers for simultaneous dual-wavelength multiphoton imaging, , a 25x/NA1.05 water immersion objective (XLPLN25XWMP2), and an IR/VIS stimulation unit for photo-activation/stimulation. This system is also equipped with a TRITC filter (39005-BX3; AT-TRICT-REDSHFT 540/25x, 565BS, 620/60M), and a fluorescence illumination unit that emits white light. | Olympus | NA | Used for image acquisition and optogenetic stimulation |
| SP Bel-Art 100-place polypropylene freezer storage box (Black, light-proof box for sample transfer) | VWR | 30621-392 | Used to avoid unwanted light stimulation |
| UV Filter Shield for FM1403 Fluores (Orange-red plastic shield) | Bolioptics | FM14036151 | Used to avoid unwanted light stimulation |
| VITCHELO V800 Headlamp with White and Red LED Lights | Amazon | NA | Used to avoid unwanted light stimulation |
References
- Vicente-Manzanares, M., Ma, X., Adelstein, R. S., Horwitz, A. R. Non-muscle myosin II takes centre stage in cell adhesion and migration. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 10 (11), 778-790 (2009).
- Munjal, A., Lecuit, T. Actomyosin networks and tissue morphogenesis. Development. 141 (9), 1789-1793 (2014).
- Sawyer, J. M., et al. Apical constriction: a cell shape change that can drive morphogenesis. 발생학. 341 (1), 5-19 (2010).
- Nishimura, T., Honda, H., Takeichi, M. Planar cell polarity links axes of spatial dynamics in neural-tube closure. Cell. 149 (5), 1084-1097 (2012).
- Marinari, E., et al. Live-cell delamination counterbalances epithelial growth to limit tissue overcrowding. Nature. 484 (7395), 542-545 (2012).
- Slattum, G. M., Rosenblatt, J. Tumour cell invasion: an emerging role for basal epithelial cell extrusion. Nature Reviews. Cancer. 14 (7), 495-501 (2014).
- Antunes, M., Pereira, T., Cordeiro, J. V., Almeida, L., Jacinto, A. Coordinated waves of actomyosin flow and apical cell constriction immediately after wounding. The Journal of Cell Biology. 202 (2), 365-379 (2013).
- Yang, S., et al. The central role of the tail in switching off 10S myosin II activity. The Journal of General Physiology. 151 (9), 1081-1093 (2019).
- Yang, S., et al. Cryo-EM structure of the inhibited (10S) form of myosin II. Nature. 588 (7838), 521-525 (2020).
- Narumiya, S., Thumkeo, D. Rho signaling research: history, current status and future directions. FEBS Letters. 592 (11), 1763-1776 (2018).
- Johndrow, J. E., Magie, C. R., Parkhurst, S. M. Rho GTPase function in flies: insights from a developmental and organismal perspective. Biochemistry and Cell Biology. 82 (6), 643-657 (2004).
- Etienne-Manneville, S., Hall, A. Rho GTPases in cell biology. Nature. 420 (6916), 629-635 (2002).
- Hodge, R. G., Ridley, A. J. Regulating Rho GTPases and their regulators. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 17 (8), 496-510 (2016).
- Martin, A. C., Goldstein, B. Apical constriction: themes and variations on a cellular mechanism driving morphogenesis. Development. 141 (10), 1987-1998 (2014).
- Amano, M., Nakayama, M., Kaibuchi, K. Rho-kinase/ROCK: A key regulator of the cytoskeleton and cell polarity. Cytoskeleton. 67 (9), 545-554 (2010).
- Kimura, K., et al. Regulation of myosin phosphatase by Rho and Rho-associated kinase (Rho-kinase). Science. 273 (5272), 245-248 (1996).
- Maekawa, M., et al. Signaling from Rho to the actin cytoskeleton through protein kinases ROCK and LIM-kinase. Science. 285 (5429), 895-898 (1999).
- Ohashi, K., et al. Rho-associated kinase ROCK activates LIM-kinase 1 by phosphorylation at threonine 508 within the activation loop. The Journal of Biological Chemistry. 275 (5), 3577-3582 (2000).
- Coravos, J. S., Martin, A. C. Apical sarcomere-like actomyosin contracts nonmuscle drosophila epithelial cells. Developmental Cell. 39 (3), 346-358 (2016).
- Homem, C. C. F., Peifer, M. Diaphanous regulates myosin and adherens junctions to control cell contractility and protrusive behavior during morphogenesis. Development. 135 (6), 1005-1018 (2008).
- Goode, B. L., Eck, M. J. Mechanism and function of formins in the control of actin assembly. Annual Review of Biochemistry. 76, 593-627 (2007).
- Sweeton, D., Parks, S., Costa, M., Wieschaus, E. Gastrulation in Drosophila: the formation of the ventral furrow and posterior midgut invaginations. Development. 112 (3), 775-789 (1991).
- Leptin, M., Grunewald, B. Cell shape changes during gastrulation in Drosophila. Development. 110 (1), 73-84 (1990).
- Leptin, M. Gastrulation in Drosophila: the logic and the cellular mechanisms. The EMBO Journal. 18 (12), 3187-3192 (1999).
- Martin, A. C. The physical mechanisms of Drosophila gastrulation: mesoderm and endoderm invagination. 유전학. 214 (3), 543-560 (2020).
- Gilmour, D., Rembold, M., Leptin, M. From morphogen to morphogenesis and back. Nature. 541 (7637), 311-320 (2017).
- Gheisari, E., Aakhte, M., Müller, H. -. A. J. Gastrulation in Drosophila melanogaster: Genetic control, cellular basis and biomechanics. Mechanisms of Development. 163, 103629 (2020).
- Leptin, M. Twist and snail as positive and negative regulators during Drosophila mesoderm development. Genes & Development. 5 (9), 1568-1576 (1991).
- Costa, M., Wilson, E. T., Wieschaus, E. A putative cell signal encoded by the folded gastrulation gene coordinates cell shape changes during Drosophila gastrulation. Cell. 76 (6), 1075-1089 (1994).
- Kerridge, S., et al. Modular activation of Rho1 by GPCR signalling imparts polarized myosin II activation during morphogenesis. Nature Cell Biology. 18 (3), 261-270 (2016).
- Kölsch, V., Seher, T., Fernandez-Ballester, G. J., Serrano, L., Leptin, M. Control of Drosophila gastrulation by apical localization of adherens junctions and RhoGEF2. Science. 315 (5810), 384-386 (2007).
- Manning, A. J., Peters, K. A., Peifer, M., Rogers, S. L. Regulation of epithelial morphogenesis by the G protein-coupled receptor mist and its ligand fog. Science Signaling. 6 (301), (2013).
- Parks, S., Wieschaus, E. The Drosophila gastrulation gene concertina encodes a G alpha-like protein. Cell. 64 (2), 447-458 (1991).
- Barrett, K., Leptin, M., Settleman, J. The Rho GTPase and a putative RhoGEF mediate a signaling pathway for the cell shape changes in Drosophila gastrulation. Cell. 91 (7), 905-915 (1997).
- Dawes-Hoang, R. E., et al. Folded gastrulation, cell shape change and the control of myosin localization. Development. 132 (18), 4165-4178 (2005).
- Häcker, U., Perrimon, N. DRhoGEF2 encodes a member of the Dbl family of oncogenes and controls cell shape changes during gastrulation in Drosophila. Genes & Development. 12 (2), 274-284 (1998).
- Martin, A. C., Kaschube, M., Wieschaus, E. F. Pulsed contractions of an actin-myosin network drive apical constriction. Nature. 457 (7228), 495-499 (2009).
- Mason, F. M., Tworoger, M., Martin, A. C. Apical domain polarization localizes actin-myosin activity to drive ratchet-like apical constriction. Nature Cell Biology. 15 (8), 926-936 (2013).
- Nikolaidou, K. K., Barrett, K. A Rho GTPase signaling pathway is used reiteratively in epithelial folding and potentially selects the outcome of Rho activation. Current Biology. 14 (20), 1822-1826 (2004).
- Martin, A. C., Gelbart, M., Fernandez-Gonzalez, R., Kaschube, M., Wieschaus, E. F. Integration of contractile forces during tissue invagination. The Journal of Cell Biology. 188 (5), 735-749 (2010).
- Guo, H., Swan, M., He, B. Optogenetic inhibition of actomyosin reveals mechanical bistability of the mesoderm epithelium during Drosophila mesoderm invagination. eLife. 11, e69082 (2022).
- Sebti, S. M., Der, C. J. Searching for the elusive targets of farnesyltransferase inhibitors. Nature Reviews. Cancer. 3 (12), 945-951 (2003).
- Roberts, P. J., et al. Rho family GTPase modification and dependence on CAAX motif-signaled posttranslational modification. The Journal of Biological Chemistry. 283 (37), 25150-25163 (2008).
- Feig, L. A., Cooper, G. M. Inhibition of NIH 3T3 cell proliferation by a mutant ras protein with preferential affinity for GDP. Molecular and Cellular Biology. 8 (8), 3235-3243 (1988).
- Liu, H., et al. Photoexcited CRY2 interacts with CIB1 to regulate transcription and floral initiation in Arabidopsis. Science. 322 (5907), 1535-1539 (2008).
- Kennedy, M. J., et al. Rapid blue-light-mediated induction of protein interactions in living cells. Nature Methods. 7 (12), 973-975 (2010).
- Guglielmi, G., Barry, J. D., Huber, W., De Renzis, S. An optogenetic method to modulate cell contractility during tissue morphogenesis. Developmental Cell. 35 (5), 646-660 (2015).
- Izquierdo, E., Quinkler, T., De Renzis, S. Guided morphogenesis through optogenetic activation of Rho signalling during early Drosophila embryogenesis. Nature Communications. 9 (1), 2366 (2018).
- Hutson, M. S., et al. Forces for morphogenesis investigated with laser microsurgery and quantitative modeling. Science. 300 (5616), 145-149 (2003).
- Rauzi, M., Lenne, P. -. F. Probing cell mechanics with subcellular laser dissection of actomyosin networks in the early developing Drosophila embryo. Methods in Molecular Biology. 1189, 209-218 (2015).
- Rauzi, M., Verant, P., Lecuit, T., Lenne, P. -. F. Nature and anisotropy of cortical forces orienting Drosophila tissue morphogenesis. Nature Cell Biology. 10 (12), 1401-1410 (2008).
- Hunter, C., Wieschaus, E. Regulated expression of nullo is required for the formation of distinct apical and basal adherens junctions in the Drosophila blastoderm. The Journal of Cell Biology. 150 (2), 391-401 (2000).
- Oda, H., Tsukita, S. Real-time imaging of cell-cell adherens junctions reveals that Drosophila mesoderm invagination begins with two phases of apical constriction of cells. Journal of Cell Science. 114, 493-501 (2001).
- Munjal, A., Philippe, J. -. M., Munro, E., Lecuit, T. A self-organized biomechanical network drives shape changes during tissue morphogenesis. Nature. 524 (7565), 351-355 (2015).
- Rørth, P. Gal4 in the Drosophila female germline. Mechanisms of Development. 78 (1-2), 113-118 (1998).
- Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118 (2), 401-415 (1993).
- Magie, C. R., Meyer, M. R., Gorsuch, M. S., Parkhurst, S. M. Mutations in the Rho1 small GTPase disrupt morphogenesis and segmentation during early Drosophila development. Development. 126 (23), 5353-5364 (1999).
- Rich, A., Fehon, R. G., Glotzer, M. Rho1 activation recapitulates early gastrulation events in the ventral, but not dorsal, epithelium of Drosophila embryos. eLife. 9, e56893 (2020).
- Herrera-Perez, R. M., Cupo, C., Allan, C., Lin, A., Kasza, K. E. Using optogenetics to link myosin patterns to contractile cell behaviors during convergent extension. Biophysical Journal. 120 (19), 4214-4229 (2021).
