Summary
Spesialbygde mikrostasjoner muliggjør sub-millimetermålretting av kortikale opptakssteder med lineære silisiumarrayer.
Abstract
Marmoset-apen gir en ideell modell for å undersøke laminære kortikale kretser på grunn av sin glatte kortikale overflate, noe som letter opptak med lineære arrays. Marmoset har nylig vokst i popularitet på grunn av sin lignende nevrale funksjonelle organisasjon til andre primater og dens tekniske fordeler for opptak og avbildning. Imidlertid utgjør nevrofysiologi i denne modellen noen unike utfordringer på grunn av den lille størrelsen og mangelen på gyri som anatomiske landemerker. Ved hjelp av spesialbygde mikrostasjoner kan forskere manipulere lineær arrayplassering til sub-millimeter presisjon og pålitelig registrere på samme retinotopisk målrettede sted over opptaksdager. Denne protokollen beskriver den trinnvise konstruksjonen av mikrodrivposisjoneringssystemet og den nevrofysiologiske opptaksteknikken med silisiumlineære elektroderader. Med presis kontroll av elektrodeplassering på tvers av opptaksøkter, kan forskere enkelt krysse cortex for å identifisere områder av interesse basert på deres retinotopiske organisasjon og innstillingsegenskapene til de registrerte nevronene. Videre, ved hjelp av dette laminære array-elektrodesystemet, er det mulig å anvende en strømkildetetthetsanalyse (CSD) for å bestemme opptaksdybden til individuelle nevroner. Denne protokollen demonstrerer også eksempler på laminære opptak, inkludert piggbølgeformer isolert i Kilosort, som spenner over flere kanaler på matrisene.
Introduction
Den vanlige marmoset (Callithrix jacchus) har raskt vokst i popularitet som en modell for å studere hjernens funksjon de siste årene. Denne økende populariteten skyldes tilgjengeligheten til marmosets glatte cortex, likhetene i nevral funksjonell organisasjon med mennesker og andre primater, og den lille størrelsen og raske avlshastigheten1. Etter hvert som denne modellorganismen har vokst i popularitet, har det vært en rask utvikling i de nevrofysiologiske teknikkene som er egnet for bruk i marmosethjernen. Elektrofysiologiske metoder er mye brukt i nevrovitenskap for å studere aktiviteten til enkeltneuroner i cortex av både gnagere og primater, noe som resulterer i uovertruffen tidsmessig oppløsning og lokaliseringstilgang. På grunn av den relative nyheten til marmosetapen som en modell for visuell nevrovitenskap, er optimaliseringen av elektrofysiologiske teknikker for våken oppførsel fortsatt i utvikling. Tidligere studier har vist etablering av robuste protokoller for elektrofysiologi i bedøvede preparater2, og tidlige våkne-oppfører nevrofysiologi studier har vist påliteligheten av enkeltkanals wolfram electodes3. De siste årene har forskere etablert bruken av silisiumbaserte mikroelektroderader for våken oppførende nevrofysiologi4. Imidlertid utgjør marmosetten unike målrettingsutfordringer på grunn av sin lille hjernestørrelse og mangel på anatomiske landemerker. Denne protokollen skisserer hvordan man konstruerer og bruker et mikrostasjonsopptakssystem egnet for marmoseten som muliggjør opptak av store populasjoner av nevroner med silisiumlineære arrays samtidig som det produserer minimal vevskader.
Arbeid med marmoset utgjør en utfordring på grunn av den mindre skalaen av retinotopiske kart i den visuelle cortex sammenlignet med større primater. En liten forskyvning av elektrodene med bare 1 mm kan resultere i betydelige endringer i kartene. Videre må forskere ofte endre plasseringen av elektrodene mellom opptaksøktene for å oppnå et bredere spekter av retinotopiske posisjoner i den visuelle cortexen. Nåværende semi-kroniske preparater tillater ikke justering av elektrodeposisjoneringen daglig eller med nok presisjon til å målrette bestemte steder på sub-millimeter skalaer5. Med dette i bakhodet bruker det foreslåtte mikrodrivsystemet et X-Y-elektrodetrinn som monterer en lett mikrostasjon til et opptakskammer og muliggjør sub-millimetermålretting av kortikale steder. De bevegelige X-Y-trinnkomponentene tillater vertikal og horisontal bevegelse av den lineære matrisen for å krysse de kortikale områdene systematisk, noe som kreves for å identifisere interesseområder (via retinotopi og innstillingsegenskaper). På tvers av opptaksøkter kan forskere også manuelt justere X-Y-scenen for å skifte de målrettede stedene i området. Dette er en viktig fordel i forhold til alternative teknikker som bruker semi-kroniske opptakspreparater, som ikke har enkle elektrodemålrettingsmekanismer.
Mikrostasjonen er et allsidig verktøy som gjør det mulig å montere forskjellige silisiumarrayer for å senke seg ned i cortex. I denne protokollen ble en tilpasset sonde med to 32-kanals lineære arrays fordelt 200 μm fra hverandre brukt til undersøkelse av laminære kretser som spenner over kortikal dybde. De fleste metoder for å undersøke nevrale kretsløp prøver vanligvis de elektriske potensialene eller enkeltenhetene i gjennomsnitt over alle lagene i hjernebarken. Nyere forskning har imidlertid avslørt spennende funn om kortikale laminære mikrokretser6. Ved å bruke mikrostasjonen kan forskere bruke laminære sonder og gjøre finjusteringer av opptaksdybden for å sikre omfattende prøvetaking over alle lagene.
Dette systemet kan konstrueres med kommersielt tilgjengelige komponenter og kan enkelt modifiseres for forskjellige eksperimentelle teknikker eller prober. De viktigste fordelene med dette preparatet er muligheten til å endre X-Y-opptaksposisjonen med sub-millimeter presisjon og å kontrollere dybden av opptaket i cortex. Denne protokollen presenterer trinnvise instruksjoner for konstruksjon av X-Y-trinnets mikrostasjon og registreringsteknikker for nevrofysiologi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De eksperimentelle prosedyrene fulgte National Institutes of Health Guide for omsorg og bruk av laboratoriedyr. Protokollene for eksperimentelle og atferdsmessige prosedyrer ble godkjent av University of Rochester Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Konstruksjon av mikrostasjonen som inneholder elektroden for opptak (figur 1)
MERK: Spesialbygde X-Y-trinn som holder flerkanals lineære silisiumarrayer tillater sub-millimetermålretting av opptaksstedene.
- Samle alle mikrodrivdelene som er skissert i figur 1. Bruk plast av klar akrylnitrilbutadienstyren (ABS) til å 3D-printe de tilpassede delene. Dette inkluderer beskyttelseshylsen, basen, X-trinnet og Y-trinnet. Design for 3D-deler er tilgjengelig online (https://marmolab.bcs.rochester.edu/resources.html). I tillegg samler elektroden, plast rektangulær plattform, rutenett, mikromanipulator, stålrør og seks rustfritt stålskruer (skruestørrelse: 00).
- Bruk et roterende verktøy med diamanthjulskjæreredskap til å kutte ut en 4 mm x 3 mm x 3 mm seksjon av plastgitteret med 1 mm x 1 mm hullavstand.
- Bruk epoksy til å feste den lille utskårne rutenettseksjonen til toppen av Y-trinnet. Monter deretter mikrostasjonen over rutenettet med en skrue. Tilsett epoksy ved basen for stabilitet.
- Fest den lille 3D-printede rektangulære plattformen til et 28 G stålrør med epoxy. Dette vil bli brukt i fremtidige trinn for å holde silisiumelektroden.
- Tre et 23 G føringsrør gjennom rutenettet. Deretter trer du stålrøret festet til plastplattformen gjennom 23 G styrerøret. Plasser 28 G stålrøret i et av sporene på mikrostasjonen.
- Deretter monterer du 3D-delene (base, X-trinn, Y-trinn) ved hjelp av sekskantskruer i rustfritt stål (størrelse: 00, lengde: 1/8 tommer) for å bygge basen for stasjonen.
- Bruk først et håndtrykkverktøy for å trykke på de forhåndslagde skruehullene i både basen og X-trinnet. Start deretter med å sette inn fire skruer gjennom de lange sporene i X-trinnet og feste dem til de tilsvarende skruehullene som er forhåndslaget i basen.
- Når det bevegelige X-trinnet er festet til basen, setter du to skruer gjennom det lange sporet i Y-trinnet, og fester dem til de forhåndslagde skruehullene i X-trinnet.
MERK: Både X-trinnet og Y-trinnet skal forbli bevegelige til skruene er helt strammet.
- Forsikre deg om at mikromanipulatorstasjonen er utstyrt med en plastplattform for å feste elektrodekontakten, samt et utvidet polyimidrør for å holde elektroden. Fest den 64-pinners kontakten til plattformen på mikromanipulatoren ved hjelp av tape.
- Legg forsiktig en skvett bacitracin (steril salve) på plastrøret på mikromanipulatoren, og fest elektroden som er koblet til 64-pinners kontakten via en fleksibel båndkabel.
- Bruk mikromanipulatorstasjonen til å holde silisiumelektroden og kontakten mens du trer plastrøret gjennom et hull i Y-trinnet. Elektroden vil henge under sondens stadium og vente på å bli festet til den rektangulære plastplattformen (trinn 7, seksjon 1).
- Koble den 64-pinners kontakten fra mikromanipulatorstasjonen, og bruk limgel for å feste kontakten til plattformen på X-trinnet. Ytterligere epoksy kan tilsettes for å styrke bindingen til kontakten når limet holder den på plass. La stå over natten for å tørke.
- Løsne forsiktig elektroden fra plastrøret, og fjern mikromanipulatorstasjonen fra enheten.
MERK: På dette tidspunktet holdes stasjonen bare med alligatorklipsen til en hjelpende hender, og elektroden er ikke sikker i drivkonstruksjonen. - Beveg alligatorklipsen forsiktig for å snu stasjonen for å se den usikrede elektroden. Bruk butt tang til å plassere elektroden på plastholderen under Y-trinnet, og fest den med en liten mengde silikonelastomer (silastisk). Vent i 5 min til plasteret har herdet.
- Bruk skruekontrollen på mikrostasjonen til å trekke inn elektroden.
- Plasser beskyttelseshylsen over elektroden på mikrostasjonen. Denne beskyttelseshylsen har samme størrelse som de spesialtrykte opptakskamrene og passer godt inn i bunnen av drivenheten.
- Bruk en flatskrutrekker til å stramme de tre sideplasserte skruene på basiskomponenten i mikrostasjonen for å feste beskyttelseshylsen på plass. Koble headstaget som brukes til opptakene til 64-pinners kontakten.
2. Polytrodebelegg av elektroder for å redusere total impedans (figur 2)
MERK: For best opptakskvalitet er det nyttig å elektrodeplate silisiumelektrodearrayene med en poly (3,4-etylendioksytiofen) løsning (PEDOT). Denne metoden har vist seg å øke signal-støy-forholdet 7,8.
- For å lage PEDOT-løsningen, kombiner 0,075 ml 3,4-etylendioksytiofen (EDOT) og 1,4 g poly (natrium 4-styrensulfonat) (PSS) i 70 ml destillert vann. Vortex denne løsningen kort for å sikre fullstendig oppløsning av komponentene. Bland denne oppløsningen dagen før bruk for best mulig oppløsning.
- Etter å ha startet impedanstesterprogramvaren (se materialfortegnelse), må du forberede innstillingene med det valgte elektrodepreparatet. Bruk den øvre rullegardinmenyen øverst til venstre i programvarevinduet, og velg adapteren som brukes (N2T A32). Bruk den andre rullegardinmenyen til å velge elektroden som brukes (NLX-EIB-36). Hvis elektroden ikke er oppført i rullegardinmenyen, se manualen for hvordan du definerer en ny elektrode. Kontroller at antall kanaler er riktig.
- Koble sonden til impedanstestersystemet via kontakten, og senk sonden ned i jordet saltvann for å oppnå en grunnlinjeavlesning.
- I impedanstestsystemet trykker du på knappen Testimpedanser på venstre side og sørger for de riktige innstillingene (Innstillinger: Testfrekvens: 1 004 Hz, Sykluser: 100, Pause: 0). Trykk deretter på Testsonde-knappen nederst til høyre.
- Et sonderapportvindu vises mens impedanstesteren kjører, og lagrer resultatene i et regneark. Lagre disse resultatene for fremtidig referanse for begge skaftene til elektroden (montering av elektroden i et beger for bruk med impedanstesteren er vist i figur 2D). Hvis du bruker en sonde med flere skaft, må du sørge for at trinn 3 gjentas for hvert skaft.
- Fjern sonden fra saltvannet ved å senke sokkelen (dvs. laboratoriekontakten) som holder begeret. Bytt ut begervæsken med destillert vann. Løft laboratoriekontakten for å senke elektroden, skyll av den gjenværende saltoppløsningen, og senk deretter laboratoriekontakten igjen.
- Bytt ut det destillerte vannet i begeret med PEDOT-løsning, og løft laboratoriekontakten til elektroden er nedsenket i løsningen.
- Velg DC-elektroplateknappen på venstre side av programvarevinduet, og sørg for at de riktige innstillingene brukes (Innstillinger: Autoplate: 0,004 μA, 350 Hz, Varighet: 5, Pause: 1). Trykk deretter på Autoplate-knappen nederst til høyre. Nok en gang vises et sonderapportvindu med resultatene av galvaniseringen. Lagre disse resultatene for fremtidig referanse. Hvis du bruker en sonde med flere skaft, må du sørge for at dette trinnet gjentas for hvert skaft.
- Fjern sonden fra PEDOT-oppløsningen ved å senke laboratoriekontakten, og skyll sonden med destillert vann som utført tidligere (trinn 4). Etter skylling, fyll begeret med saltoppløsning, og løft laboratoriekontakten til elektroden er nedsenket.
- Trykk på Testimpedanser-knappen på venstre side av programvarevinduet, og kontroller at de riktige innstillingene brukes (Innstillinger: Testfrekvens: 1,004 Hz, Sykluser: 100, Pause: 0). Trykk på Test Probe-knappen nederst til høyre. Lagre disse resultatene for fremtidig referanse. Hvis du bruker en sonde med flere skaft, må du sørge for at dette trinnet gjentas for hvert skaft.
MERK: Sammenlign de postgalvaniserte verdiene med de forhåndsgalvaniserte verdiene. Det bør være en reduksjon i impedansverdiene. - Ved kontinuerlig bruk kan sondene vise økninger i impedansverdiene etter 6 måneder. Hvis det er bekymring for impedansverdiene fra opptakssignalet, tester du sondeimpedansene på nytt etter trinn 3. Hvis impedansverdiene har økt fra de opprinnelige verdiene, gjenta galvaniseringen (trinn 6).
3. Kirurgisk plassering av hodekappe, kamre og kraniotomi (figur 3A-C)
MERK: I dette arbeidet, ved avslutning av studien, ble dyret bedøvet under isofluran og mottok intramuskulære (IM) injeksjoner av ketamin, etterfulgt av en intraperitoneal (IP) injeksjon av euthasol. Hjernen ble ekstrahert etter transkardial perfusjon med saltvann etterfulgt av 10% formalin.
- Tren silkeaper (minst 1,5 år) til å sitte i en liten primatstol etter tidligere beskrevne metoder 3,9,10,11 2 måneder før operasjonen.
- På operasjonsdagen, indusere fagene med en intramuskulær (im) injeksjon av ketamin (5-15 mg / kg) / dexdormitor (0,02-0,1 mg / kg) (og midazolam på 0,25 mg / kg som muskelavslappende middel), og bekreft riktig bedøvelse basert på hjertefrekvens, respirasjon og tåklemmerefleks. Intuber dyrene for kontinuerlig administrering av isofluran (0,5 %-2 % i 100 % oksygen) under operasjonen mens vitaliteten overvåkes. Bruk veterinærsalve på øynene under operasjonen for å forhindre tørrhet mens du er under anestesi.
- Etter at kirurgene har satt på sterilt PPE, forberede et sterilt kirurgisk felt ved hjelp av sterile gardiner for å dekke overflatene og det operative feltet. Ved hjelp av aseptiske teknikker må kirurgene implantere en akrylhodehette med titanstolper og skruer for å stabilisere hodet ved hjelp av metoder beskrevet i detalj tidligere av Nummela et al.11.
- Under implantatoperasjonen, planlegg plasseringen av opptakskammeret over interesseområdene (f.eks. visuelle områder midtre temporale område [MT] og primær visuell cortex [V1]) basert på stereotaktiske koordinater12.
- Plasser en jordingsledning.
- Start med å bore et 1,1 mm burrhull inn i skallen nær området til det planlagte opptakskammeret. Bøy en 36 G rustfritt ståltråd ca. 0,075-1 mm fra spissen, og skyv den bøyde delen av ledningen mellom skallen og dura i bunnen av burrhullet.
- Forsegle først ledningen og hullet med beinvoks og deretter med sement og akryl når du plasserer kamrene. Sørg for å legge en del ute i nærheten av kammeret for å feste for jording.
- Etter å ha plassert et underlag av hurtigklebende sement for å dekke hele området på opptaksstedet og jordingsledningen, fest opptakskamrene (bestående av tilpassede 3D-printede deler) til skallen ved hjelp av hurtigklebende sement, og forsterk med akryl når du bygger hodeimplantatet.
- Forsegl kamrene med en 3D-printet kammerhette som er designet for å passe tett inne i kammeret (og kan ikke fjernes av burkamerater som er paret plassert med motivet).
- Dispenser en liten mengde silikonelastomer (silastisk) rundt kammerets indre kanter ved hjelp av de medfølgende blandespissene, og sett deretter kammerhetten inn til den er i flukt med de ytre kammerveggene.
- Kamrene er utformet med tilgangshull (1 mm diameter) på hver side av kammeret for å sikre at kammerhetten enkelt kan fjernes. Bruk silastikk til å tette disse tilgangshullene, noe som resulterer i en lufttett kammerforsegling.
MERK: For å fjerne kammerhettene, bruk pinsett for å fjerne silastisk forsegling av tilgangshullene først for å bryte den lufttette forseglingen i kammeret. Deretter kan en pinne brukes til å utnytte kammerhetten ut av kammeret.
- Gjenopprett dyrene fra anestesi, og ikke la dem være uten tilsyn før de har gjenvunnet tilstrekkelig bevissthet for å opprettholde sternal recumbency. Behandle dyrene postkirurgisk med antibiotika (amoksicillin-klavulansyre på 13,75 mg/kg) i 7 dager og antiinflammatoriske midler (meloksikam ved 0,1 mg/kg) i 3 dager. Gi smertestillende medisiner med langsom frigivelse før bedring for å vare 72 timer postoperativt, og hus dyrene uavhengig til full gjenoppretting.
- To til tre uker etter operasjonen, begynner å trene hodestøtte og visuell oppførsel. Plasser marmoseten i en primatstol, og la det være akklimatisering til hodestøtten. Når det er komfortabelt, trene marmoseten til å utføre flere grunnleggende oppgaver, inkludert sentral visuell fiksering13, og en sakkadeoppgave mot et perifert oppdaget Gabor-gitter, som brukes til å måle deres synsstyrke11.
- Etter tilstrekkelig atferdstrening, utfør en kraniotomi i opptakskammeret. Under sterile teknikker, utfør en ny operasjon for å skape en kraniotomi (2-3 mm i diameter) i opptakskammeret over interesseområdet (f.eks. område MT). Forsegl kraniotomien med en tykk påføring av silastikk på ca. 1 mm eller dybden av kraniotomien for å beskytte hjernen mot infeksjon og redusere granulasjonsvekst14. Sørg for at silastforseglingen har kanter som griper på minst 2 mm eller mer av tannsementen på alle sider. Sett kammerhetten på igjen som beskrevet i trinn 7.
- Hvis det oppstår blødning eller silastisk forsegling lekker klare væsker i dagene etter operasjonen, må kammeret rengjøres.
- Hvis den silastiske forseglingen er intakt, bruk sterile teknikker for å rengjøre med 10% betadin, og vask med steril saltoppløsning før du fjerner forseglingen. Hvis den silastiske forseglingen ikke er intakt, rengjør den bare med steril saltoppløsning under sterile teknikker.
- Når silastikken er fjernet, skyll dura med steril saltvann flere ganger, og tørk med en bomullsspissapplikator. Tørk kammeret grundig med en applikator med bomullsspiss før du påfører et nytt lag med silastisk. Vanligvis stabiliserer kammeret og forblir tørt med tett forsegling etter noen dager til 1 uke.
- Når kraniotomi har stabilisert seg og viser ingen tegn på blødning, utføre en dural skrape for å fjerne overflødig vev over dura. Påfør deretter et tynt lag (<1 mm) silastisk (tynt nok til å muliggjøre passasje av elektrodene for opptak), og bruk en 1/4 burrborkrone for å transportere silastikken opp over kraniotomiens vegger, som vist i figur 3C, for mekanisk kjøp.
MERK: Dette vil også muliggjøre enklere fjerning for rengjøringsformål. Silastikken kan forbli på plass i løpet av studien og kan punkteres med lineære array-elektroder for opptak.
4. Oppsett av registrering av nevrofysiologi (figur 3D-F)
MERK: Dyrehåndteringstrinnene vil variere avhengig av laboratoriet og eksperimentet. Følgende trinn er spesifikke for plasseringen av mikrostasjonen og penetrasjonen av dura for opptakene.
- Fjern hetten fra opptakskammeret (beskrevet i avsnitt 3, trinn 7.2). Plasser hetten i 91% isopropylalkohol for å suge under opptaket. Pass på at kantene på kammeret er fri fra silastisk. Hvis silastikk er igjen på kantene av kammeret, vil mikrostasjonen ikke sitte riktig.
- Basen på mikrostasjonen har tre skruer for å stramme den til kammeret på dyret. Normalt strammes disse skruene på plass rundt en beskyttende hylse som har samme størrelse som kammeret for å holde silisiumsonden inne beskyttet mot å bli truffet.
- Bruk først skrutrekkeren til å løsne de tre skruene som holder beskyttelseshylsen over silisiumsonden, og fjern hylsen forsiktig. Fest mikrostasjonen til opptakskammeret, vær forsiktig så du ikke treffer silisiumelektrodene på veggene i kammeret (figur 3D, E).
- I tillegg må du sørge for at elektrodene er i en helt tilbaketrukket stilling før du plasserer stasjonen på kammeret, slik at de sitter godt over cortex ved første plassering.
- Når den er plassert, bruker du skrutrekkeren til å stramme hver skrue på siden av mikrostasjonen (figur 3F). Velg en ordre for å stramme skruene, og bruk dette hver gang for å opprettholde stabiliteten på stedet. Forskere vil kanskje også telle antall svinger når de først løsner skruene for å stramme dem med en tilsvarende mengde. Sjekk om sonden er løs, og stram den etter behov, men pass på at du ikke fjerner skrugjengene i plasten ved å stramme for mye.
- Når mikrostasjonen er festet til kammeret, plasser alle jordingsledningene som trengs.
MERK: La hodetrinnet settes inn i kontakten over natten, og sett bare SPI-kabelen (Serial Peripheral Interface) inn i hodetrinnet for opptak fordi det er vanskelig å sette hodetrinnet inn i kontakten mens det er på dyret. - Koble SPI-kabelen forsiktig til hodetrinnet (allerede koblet til sonden). Pass på at du ikke bøyer ledningen. Forsterk og digitaliser alle nevrofysiologiske data fra hodestadiet ved 30 kHz ved hjelp av Open-Ephys GUI (https://github.com/open-ephs/plugin-GUI). Høypass-filtrer bredbåndssignalet fra hodetrinnet ved 0,1 Hz. Korriger for faseforskyvningene fra denne filtreringen, som beskrevet tidligere15. For lineære matriser, forhåndsbehandle de resulterende sporene ved felles gjennomsnittsreferanse.
- Gå inn på kanalkartet for den bestemte elektrodegruppen som brukes i opptakssystemet, slik at kanalene som er plottet under opptaket, er ordnet etter dybde i visningen av opptakssignalet med høyt passfilter. Denne utsikten vil bli brukt når du fremmer og trekker inn elektroden.
5. Utføre eksperimentet med registrering av nevrofysiologi (figur 4)
MERK: Her beskrives metoden for å senke elektroderekkene i cortexen; Denne metoden er optimalisert for å unngå overdreven dimpling av det underliggende vevet. Økt støy i de elektrofysiologiske registreringene gir en god indikasjon på smilehull før penetrering av silastikken og inn i hjernen. En gang i hjernen, hvis det er for mye dimpling, kan forskeren legge merke til enheter som skifter på sonden selv uten manipulering av stasjonen (enheter som gradvis beveger seg over kanaler i dybden), eller alternativt kan forskeren legge merke til undertrykkelse av nevral aktivitet, spesielt på overfladiske steder på sonden. Under slike forhold trekkes stasjonen tilbake for å avlaste dimpling og legge til rette for bedre opptak.
- Ved hjelp av skruekontrollen på mikrostasjonen senker du silisiumsonden, og gjør en omdreining (250 μm) hver 1-2 s til enheter observeres ved arrayspissen.
MERK: En mindre økning i støy under penetrasjon av silastikken plassert over dura kan observeres. Skaftene vil smilehull silastikken før den spretter gjennom, noe som kan øke støyen på sonden. En rask nedstigning til det første tegn på enheter hjelper til med penetrasjon av det silastiske laget. - Når de første nevronene er observert, trekker du tilbake en omdreining av mikrostasjonen (250 μm) for å redusere inngangshastigheten når elektroden begynner å poppe gjennom silastikken og dura inn i kortikale vev. Hvis elektroden ser ut til å fortsette å bevege seg inn i vevet over tid uten mikromanipulering, trekker du inn en ekstra sving for å avlaste trykket fra sonden som presser på silastikken og vevet under den.
MERK: Det skal være mulig å spore plasseringen av nevroner hvis riktig kanalkart for den lineære matrisen er lastet inn (kanalene vil vises bestilt etter deres dybde i forhold til cortex). - Fortsett å kjøre matrisen inn i cortex veldig sakte, og avanser med omtrent fire til seks omdreininger (1-1,5 mm) over en varighet på 20-30 minutter til nevronene er jevnt fordelt over sondens lengde.
- Trekk matrisen sakte inn med én til to omdreininger (0,25–0,5 mm) for å redusere trykket på vevet før opptakene begynner.
MERK: Nevroner skifter vanligvis ikke kanalplassering på den lineære matrisen under denne tilbaketrekningen, noe som tyder på at det primært virker for å redusere trykket på vevet. Uten tilbaketrekning kan man se en kontinuerlig arrayforskyvning under opptaket når vevet slapper av, og dermed forstyrrer opptaksstabiliteten (figur 4C). - Etter inntrekking, vent 20 min før du starter opptakene. Dette vil begrense mengden bevegelse som ses i opptaket. Bruk denne tiden til å forberede deg til opptaket (dvs. kalibrere øyesporingen og forberede stimuluspresentasjonssystemene).
- Plukke ut Ta opp på innspillingsprogramvaren.
- Når eksperimentet er fullført, velger du opptaksknappen på nytt. Dette vil opprette hele opptaksfilen i den valgte destinasjonen. Forsikre deg om at filen er lagret riktig før du fortsetter.
- Begynn sakte å trekke matrisen ut av cortex med samme hastighet som før (fire til seks omdreininger over en varighet på 20-30 minutter). Visualiser sonden som trekker seg tilbake ved å se nevronene skifte langs sonden. Etter å ha trukket seg tilbake med antall svinger siden du først så nevroner, og når det ikke observeres flere nevroner på sonden, fortsett å trekke deg raskere tilbake til den fullstendig tilbaketrukne startposisjonen.
- Hvis du vil fjerne sonden fra opptakskammeret, utfører du trinn 1–3 i avsnitt 4 i omvendt rekkefølge (dvs. først utfører du trinn 3, deretter trinn 2 og deretter trinn 1).
- Når sonden er fjernet fra opptakskammeret, bløtlegg den i kontaktlinseoppløsning i 20 minutter for å fjerne vev eller blod fra elektroden. Etterpå legger sonden i alkohol i 1 min for å fjerne kontaktlinseløsningen, og la elektroden tørke.
- Bruk Kilosort2 til å sortere matrisedataene etter den første filtreringen fra registreringssystemet (som beskrevet tidligere i del 4, trinn 5).
- Merk utdataene manuelt fra algoritmene for sortering av pigg ved hjelp av "phy" GUI (https://github/kwikteam/phy). Klassifiser enhetene med små eller fysiologisk usannsynlige bølgeformer som støy, og ekskluder dem.
- Hvis du bruker laminære sonder, kan du vise piggbølgeformene over hver kanal for å sikre at enkeltenheter er merket på kanalen med toppbølgeformen (figur 5A). Inkluder bare enheter som har klare klynger i PCA-rommet, mindre enn 1 % brudd på intervaller mellom pigger og tofasiske piggbølgeformer (som skal lokaliseres til tilstøtende kanaler på den lineære matrisen). Et eksempel på enkeltenhet er vist i figur 5B, som viser tydelige klynger i PCA-rommet (øverst til høyre) og stabilitet over tid (nederst til høyre).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Denne protokollen beskriver hvordan man bygger et X-Y-elektrodetrinn (figur 1) som muliggjør sub-millimetermålretting av steder og opprettholder pålitelig posisjonering på tvers av separate opptaksøkter. Påliteligheten til X-Y-posisjoneringen er illustrert i figur 6, som viser at to opptaksøkter gjennomført med en ukes mellomrom viste en 70,8 % overlapping i deres gjennomsnittlige RF-plasseringer (figur 6A). Videre kan mindre justeringer av mikrodrivposisjoneringen støtte presis bevegelse i retinotoprommet. Små X- og Y-trinnbevegelser opp til 0,2 mm kan gjøres ved å referere til de forborede hullene i hvert trinn, som er 2 mm fra hverandre. I en serie opptaksøkter som krysset MT/MTC-grensen ved hjelp av mindre posisjoneringsjusteringer (figur 6B), kunne man se nøyaktige bevegelser i retinotopisk rom (figur 6C). Opptaksstedene for MT og MTC er på linje med elektrofysiologiske kart som tidligere er avbildet i Salomo og Rosa2. På samme måte, med denne protokollen, kan Z-posisjoneringen spores av antall svinger til den foretrukne elektrodedybden. Mens Z-posisjoneringen av stasjonen for å plassere elektroder i kortikal dybde må justeres daglig og inkluderer noe variasjon, er det mulig å få estimater av dybde i tidlige visuelle områder offline ved å bruke nåværende kildetetthetsanalyse (CSD), som beskrevet tidligere16.
Ved hjelp av denne X-Y-sceneteknologien kan forskere utføre nevrofysiologisk opptak med lineære matriser mens fagene utfører en rekke foragingoppgaver for visuell mottakelig feltkartlegging og enkle sakkadeoppgaver17. Elektrodeplasseringsteknikker er vist i figur 4, som fremhever viktigheten av tilbaketrekning for å lette trykket på vevet og forhindre langvarig kortikal skade. Ved hjelp av to skaft lineære arrays kan sampling et stort antall nevroner over kortikale dybder under hvert opptak. I dette arbeidet viste de piggsorterte matrisedataene innhentet ved hjelp av Kilosort at hovedkomponentfunksjonene til et utvalg pigger i en klynge var forskjellige fra bakgrunnstopper og at opptakene var stabile over tid (figur 5).
Figur 1: Konstruksjon av elektrodemikrodrevet. Konstruksjonen av en elektrodemikrodriv er mulig etter å ha oppnådd alle nødvendige komponenter som er utlagt i seksjon 1, trinn 1. Hvert etterfølgende trinn (del 1, trinn 2-10) viser et før- og et etterbilde for å hjelpe til med visualiseringen av handlingene som kreves. Denne konstruksjonen er forklart i sin helhet i protokoll avsnitt 1. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Konstruert mikrostasjon og galvaniseringsoppsett. Oversiktsbilde av den fullførte mikrostasjonen fra (A) toppen og (B) bunnen. (C) Mikrostasjonen er festet til en beskyttende hylse (samme dimensjoner som kamrene på dyrets implantat, med en forlenget lengde for beskyttelse) og festes deretter til dyrets kammer ved å stramme tre sideskruer. (D) Konfigurasjon av mikrostasjonen på impedanstesteren for galvanisering. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Skjematisk plassering av hodehette og kammer (A) Tegningsfremstilling av et dyr med hodehette, hodestolpe og MT-kammer. (B) Bilde av et MT-kammer 6 måneder etter kraniotomi og forseglet med et tynt lag silastisk. (C) Skjematisk fremstilling av kammeret og klargjøring av mikrodrift. Illustrasjonen viser kammerklargjøring og det tynne laget av silastikk til bruk i opptakene. Mikrostasjonen festes til opptakskammeret ved spenning fra sideskruene. (D) Man bør bevege seg parallelt med kammeret for å feste mikrostasjonen til opptakskammeret. Å komme fra en vinkel vil sannsynligvis resultere i å treffe siden av kammeret eller sementsidene av kraniotomien. (E) Mikrostasjonen festet på et eksempel på hodehette. (F) Avbildning av de tre skruene på mikrostasjonen som skal strammes for sikker plassering. Merk: En skrue sitter bak kontakten og strammes vanligvis ovenfra. Skruene strammes i en repeterbar rekkefølge for å sikre pålitelighet for stasjonens plassering. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Nevrofysiologiske registreringer (A) Avbildning av elektroden før og etter at den berører dura (øverst). Høypassfiltrert opptakssignal fra en enkelt sonde i et nevralt opptak før og etter at sonden berører dura (nederst). (B) Avbildning av en elektrode som forårsaker dimpling etter først å ha spratt gjennom silastikken (øverst). Høypassfiltrert opptakssignal fra en sonde i et nevralt opptak etter at sonden har spratt gjennom silastikken (nederst). Kanaler med nevroner er merket som fylt. (C) Avbildning av elektroden i cortex før og etter tilbaketrekning (øverst). Høypassfiltrert opptakssignal fra en sonde i et nevralt opptak før og etter en 500 μm tilbaketrekning; Enhetene har skiftet en kanal (nederst). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Postprosessering av nevrofysiologiske data. (A) Avbildning av en laminær sonde (venstre) og et utvalg av piggbølgeformer sett over hver kanal (høyre). (B) Eksempel på kilosortering. (Venstre) Eksempel på bølgeform over flere kanaler med topp bølgeform på kanal 46. (Øverst til høyre) Hovedkomponenten kjennetegner et utvalg pigger i den valgte klyngen (blå) mot et sett med bakgrunnstopper (jevnt fordelt i tid over hele opptaket, grå). Spiking klynger diskrimineres lett fra bakgrunnstopper. (Nederst til høyre) Amplituden til et utvalg pigger som tilhører den valgte klyngen over tid. Opptakene viser stabilitet over tid for dette eksempelnevronet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: Pålitelighet av X-Y stage positioning (A) Gjennomsnittlig reseptivt felt (RF) konturer for to opptaksøkter med 1 ukes mellomrom med de samme mikrostasjonskoordinatene, som viser 70,8 % overlapping. (B) Et MT/MTC-kart som viser de påfølgende målrettingsstedene på tvers av opptaksøkter. De heltrukne linjene og tallene indikerer eksentrisitet fra fovea i grader. De stiplede linjene indikerer den horisontale meridianen (HM). De uthevede linjene indikerer den vertikale meridianen (VM). (C) De tilsvarende RF-plasseringene for hvert skaft skissert med en sirkel som markerer senterplasseringen, viser at mindre justeringer av mikrodrivposisjoneringen kan støtte presis bevegelse i retinotoprommet. Panel B er tilpasset med tillatelse fra Salomo og Rosa2. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Flere metoder (f.eks. kronisk, halvkronisk, akutt) er for tiden tilgjengelige for å utføre nevrofysiologiske eksperimenter i ikke-menneskelige primater. Den vanlige marmoseten utgjør unike utfordringer for nevrofysiologiske eksperimenter på grunn av sin lille størrelse og mangel på gyri som anatomiske landemerker. Dette krever at forskere bruker nevrofysiologiske landemerker som retinotopi og innstillingsegenskaper av interesseområder for å identifisere opptaksmålene. Derfor, når du først kartlegger et kortikalt område, kan det være nødvendig med daglige justeringer av elektrodeposisjoneringen. Nåværende preparater for marmoset nevrofysiologi bruker ofte semi-kronisk sondeposisjonering, noe som ikke tillater lett tilgjengelige posisjoneringsmekanismer5. Denne protokollen demonstrerer en lett mikrostasjon for stabile lineære array-opptak som muliggjør fleksibel posisjonering med presise sub-millimeterbevegelser over økter for å kartlegge retinotopien i et kammer.
Den nåværende tilnærmingen, som innebærer akutte daglige elektrodepenetrasjoner for presis elektrodemålretting og bevegelse over retinotopiske kart, skiller seg fra kroniske elektrodearrayimplantater i silkeaper5. Imidlertid har akutte preparater egentlig ulemper, for eksempel økt eksperimentell forberedelsestid og økt infeksjonsrisiko, samt økt risiko for kortikal vevskader på grunn av gjentatte penetrasjoner. Mens bruken av silastisk er optimalisert i dette preparatet for å begrense risikoen for infeksjon, krever bruk av silastikk litt feilsøking for å sikre at det gjøres riktig og for å oppnå en tørr tetning. Denne forberedelsen krever også forsiktighet for å unngå elektrodeskader under frekvensomformermonteringen, og krever forsiktighet ved stramming av drivskruene for å sikre pålitelig målretting på tvers av økter.
Langvarig kortikal skade kan unngås i dette preparatet når det påføres riktig med en sikker kjøring, langsom penetrasjon av vevet og unngåelse av store blodkar. I tillegg har bruken av silastisk i kraniotomi for å forhindre infeksjoner blitt optimalisert i denne teknikken. Hjernen er dekket med et tynt lag av silastisk etter at kraniotomien er utført for å forhindre infeksjon og holde det indre av kammeret tørt14. Når dura er fri fra blod og granulasjonsvev (som er mulig med en tett silastisk forsegling), muliggjør dette visualisering av de store blodkarene i det underliggende vevet og for å målrette silisiumprobene for å unngå å treffe blodkarene under opptak. Denne teknikken krever litt feilsøking under læring, siden det er avgjørende at den silastiske tetningen er tynn (<1 mm) i midten for å tillate elektrodepenetrasjon uten overdreven dimpling samtidig som den er tykk i kantene for å gi mekanisk kjøp. Disse metodene vil være verdifulle for å undersøke kretsrollen til lagene over marmosetcortex og for å forhindre vevskader under flere penetrasjoner.
Ved hjelp av spesialtrykte plastkomponenter sammen med kommersielt tilgjengelige forsyninger, er denne mikrostasjonsdesignen enkel å bruke når den er produsert og kan tilpasses for forskjellige opptaksprober. Selv om denne metoden har vist seg å være pålitelig, kan den første fabrikasjonen være vanskelig og kostbar å lære. Imidlertid er komponentene i sonden relativt økonomiske å kjøpe, og når de er konstruert, har sondene vist seg å vare opptil 1 år med kontinuerlig bruk.
En av de viktigste fordelene med dette preparatet er presis og repeterbar målretting av interesseområder på grunn av X-Y-trinnet. Med denne teknologien kan forskerne kartlegge retinotopiske steder i opptakskamrene og registrere fra forskjellige områder over dager ved hjelp av et koordinatsystem. For å oppnå dette er det avgjørende å sikre riktig plassering av sonden daglig og å stramme alle utvendige skruer på en repeterbar måte. Endringer i den utvendige skruetettheten kan føre til små endringer i elektrodeplasseringen over dager.
Akutte registreringer gir fordelen av gjentatte uavhengige målinger og kan resultere i et høyere utbytte av enkeltenhetsdata. Imidlertid kan semi-kroniske eller kroniske opptak også gi fordeler. I små dyr som mus kan kroniske opptak gjøres med silisiumprober med høy tetthet for å oppnå stabile, langsiktige populasjonsregistreringer over flere dager18. Eliminering av gjentatte innsettinger av elektroder i hjernen for hver opptaksøkt kan forkorte den totale eksperimentelle forberedelsestiden og redusere risikoen for infeksjon eller kortikal vevskader. Derfor, når man vurderer bruken av kroniske eller akutte opptakspreparater, er det viktig å vurdere de spesifikke eksperimentelle kravene.
Den foreslåtte mikrostasjonsdesignen tillater fleksibiliteten til forskjellige opptaksteknikker og arraybruk, noe som betyr at den lett kan tas i bruk i eksisterende eksperimentelle oppsett og rørledninger. Videre kan fleksibiliteten til arraymonteringen på mikrostasjonen føre til mulige fremtidige applikasjoner, for eksempel styring av laserstimulering for optogenetiske formål. Denne metoden kan gjøre det mulig for fremtidige studier å forbedre målretting for laserstimulering i marmoseten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av National Institutes of Health (NIH) tilskudd R01 EY030998 (JFM, AB og SC). Denne metoden er basert på metoder utviklet i Coop et al. (under vurdering, 2022; https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2022.10.11.511827v2.abstract). Vi ønsker å takke Dina Graf og medlemmer av Mitchell lab for hjelp med marmoset omsorg og håndtering.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1/4 Hp burr drill bit | McMaster & Carr | Cat# 43035A32 | Carbide Bur with 1/4" Shank Diameter, Rounded Cylinder Head, trade Number SC-1, single Cut(https://www.mcmaster.com/products/bur-bits/burs-7/?s=1%2F4%22+bur+bits) |
| 1x1mm Crist Grid | Crist Instruments | 1 mm x 1 mm Grid | https://www.cristinstrument.com/products/implant-intro/grids |
| 91% isopropyl alcohol | Medline | N/A | https://www.medline.com/product/Medline-Isopropyl-Rubbing-Alcohol/Bulk-Alcohol/Z05-PF03807?question=91%25%20isopropyl%20alcohol |
| Acquisition Board | Open-Ephys | N/A | https://open-ephys.org/acquisition-system/eux9baf6a5s8tid06hk1mw5aafjdz1 |
| Bacitracin Ointment | Medline: Cosette Pharmaceuticals Inc | N/A | https://www.medline.com/product/Bacitracin-Ointment/Antibiotics/Z05-PF86957?question=bacitr |
| Blunt straight Forceps | Medline | N/A | https://www.medline.com/category/Central-Sterile/Surgical-Instruments/Forceps/Z05-CA16_02_20/products |
| Bone wax | Medline | ETHW31G | https://www.medline.com/product/Ethicon-Bone-Wax/Bone-Wax/Z05-PF61528?question=bonewax |
| C&B Metabond Quick Adhesive Cement System | Parkell, Inc. | SKU: S380 | https://www.parkell.com/C-B-Metabond-Quick-Adhesive-Cement-System |
| Clavamox | MWI Animal Health | N/A | |
| Contact lens solution | Bausch and lomb | Various sources available | |
| Custom Printed 3D printed parts | ProtoLab | https://marmolab.bcs.rochester.edu/resources.html | |
| DB25-G2 25 Pin Male Plug Port Signal Connector | Various Sources | DB25-G2 25 | DB25-G2 25 Pin Male Plug Port Signal 2 Row Terminal Breakout Board Screw Nut Connector |
| diamond saw attachment for dremel | Dremel | 545 Diamond Wheel | https://www.dremel.com/us/en/p/545-26150545ab |
| Digitizing Head-stages | Intan | RHD 32channel (Part #C3314) | https://intantech.com/RHD_headstages.html?tabSelect=RHD32ch&yPos=120.80 000305175781 |
| EDOT | Sigma Aldrich | Product # 483028 | https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/483028 |
| Helping Hands | Harbor Freight | N/A | https://www.harborfreight.com/helping-hands-60501.html |
| Hook Electrical Clips | Various Sources | N/A | Hook test Cable wires |
| Interface Cables (RHD 3-ft (0.9 m) ultra thin SPI cable) | Intan | Part #C3213 | https://intantech.com/RHD_SPI_cables.html |
| Lab jack | Various Sources | N/A | https://www.amazon.com/Stainless-Steel-Scissor-Stand-Platform/dp/B07T8FM85H/ref=asc_df_B07T8FM85H/?tag=&linkCode=df0&hvadid=366343 827267&hvpos=&hvnetw=g&hvrand =2036619536500717246&hvpone =&hvptwo=&hvqmt=&hvdev=c&hv dvcmdl=&hvlocint=&hvlocphy=900 5674&hvtargid=pla-795933567991& ref=&adgrpid=71496544770&th=1 |
| Meloxicam | MWI Animal Health | N/A | |
| Micro-drive | Crist Instrument | 3-NRMD | https://www.cristinstrument.com/products/microdrives/miniature-microdrive-3-nrmd |
| Multi-channel linear silicon arrays with 64 channel connector | NeuroNexus | A1x32-5mm-25-177 | https://www.neuronexus.com/products/electrode-arrays/up-to-10-mm-depth/ |
| NanoZ Omentics Adapter- 32 Channel | NeuraLynx | ADPT-NZ-N2T-32 | https://neuralynx.com/hardware/adpt-nz-n2t-32 |
| NanoZ System | Plexon | NanoZ Impedance Tester | https://plexon.com/products/nanoz-impedance-tester/ |
| Narishige Micromanipulator | Narishige | Stereotaxic Micromanipulator | https://usa.narishige-group.com/ |
| Open-Ephys GUI | Open-Ephys | https://open-ephys.org/ | |
| Polyimide Tubing (OD(in): 0.021 / ID(in) 0.018 ) | Various Sources (Chamfr) | Chamfr Cat#HPC01895 | https://chamfr.com/sellers/teleflex-medical-oem-llc/ |
| Primate Chair | Custom made by University of Rochester Machine Shop | Designs online | https://marmolab.bcs.rochester.edu/resources.html |
| Poly(sodium 4-styrenesulfonate) (PSS) | Sigma Aldrich | Product # 243051 | https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/243051 |
| RHD USB Interface board | Intan | RHD2000 Evaluation Board Version 1.0 | https://intantech.com/RHD_USB_interface_board.html |
| Silastic gel | World Precision Instruments | # KWIK-SIL | Low Toxicity Silicone Adhesive ((https://www.wpiinc.com/kwik-sil-low-toxicity-silicone-adhesive) |
| Slow release buprenorphine | Compounding Pharmacy | ||
| Stainless steel wire 36 gauge | McMaster & Carr | Cat# 6517K11 | Round Bend-and-Stay Multipurpose 304 Stainless Steel Wire, Matte Finish, 1-Foot Long, 0.008" Diameter |
| Stanley 6-Piece Precision Screwdriver Set | Stanley | 1.4mm flathead screwdriver | https://www.amazon.com/Stanley-Tools-6-Piece-Precision-Screwdriver/dp/B076621ZGC/ref=sr_1_3?crid=237VSK5FNFP9N&keywords= stanley+66-052&qid=1672764369&sprefix= stanley+66-052%2Caps%2C90&sr=8-3 |
| Steel Screws | McMaster & Carr | type 00 stainless steel hex screws and 1/8” in length | https://www.mcmaster.com/ |
| Steel Tube | McMaster & Carr | 28 gauge stainless steel tubing | https://www.mcmaster.com/tubing/multipurpose-304-stainless-steel-6/id~0-055/ |
| Superglue | Loctite | SuperGlue Gel Control | https://www.loctiteproducts.com/en/products/fix/super-glue/loctite_super_gluegelcontrol.html |
References
- Mansfield, K. Marmoset models commonly used in biomedical research. Comparative Medicine. 53 (4), 383-392 (2003).
- Solomon, S. G., Rosa, M. G. P. A simpler primate brain: the visual system of the marmoset monkey. Frontiers in Neural Circuits. 8, 96 (2014).
- Remington, E. D., Osmanski, M. S., Wang, X. An operant conditioning method for studying auditory behaviors in marmoset monkeys. PLoS One. 7 (10), e47895 (2012).
- Walker, J. D., et al. Chronic wireless neural population recordings with common marmosets. Cell Reports. 36 (2), 109379 (2021).
- Jendritza, P., Klein, F. J., Fries, P. Multi-area recordings and optogenetics in the awake, behaving marmoset. Nature Communications. 14 (1), 577 (2023).
- Pinotsis, D. A., et al. Linking canonical microcircuits and neuronal activity: Dynamic causal modelling of laminar recordings. Neuroimage. 146, 355-366 (2017).
- Ludwig, K. A., et al. Poly (3, 4-ethylenedioxythiophene)(PEDOT) polymer coatings facilitate smaller neural recording electrodes. Journal of Neural Engineering. 8 (1), 014001 (2011).
- Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly (3, 4-ethylenedioxythiophene)(PEDOT) film. Journal of Neural Engineering. 3 (1), 59 (2006).
- Lu, T., Liang, L., Wang, X. Neural representations of temporally asymmetric stimuli in the auditory cortex of awake primates. Journal of Neurophysiology. 85 (6), 2364-2380 (2001).
- Osmanski, M. S., Song, X., Wang, X. The role of harmonic resolvability in pitch perception in a vocal nonhuman primate, the common marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Neuroscience. 33 (21), 9161-9168 (2013).
- Nummela, S. U., et al. Psychophysical measurement of marmoset acuity and myopia. Developmental Neurobiology. 77 (3), 300-313 (2017).
- Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. Cambridge, MA. (2012).
- Mitchell, J. F., Reynolds, J. H., Miller, C. T. Active vision in marmosets: A model system for visual neuroscience. Journal of Neuroscience. 34 (4), 1183-1194 (2014).
- Spitler, K. M., Gothard, K. M. A removable silicone elastomer seal reduces granulation tissue growth and maintains the sterility of recording chambers for primate neurophysiology. Journal of Neuroscience Methods. 169 (1), 23-26 (2008).
- Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
- Mitzdorf, U. Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena. Physiological Reviews. 65 (1), 37-100 (1985).
- Coop, S. H., Yates, J. L., Mitchell, J. F. Pre-saccadic neural enhancements in marmoset area MT. bioRxiv. , (2022).
- Okun, M., Lak, A., Carandini, M., Harris, K. D. Long term recordings with immobile silicon probes in the mouse cortex. PloS One. 11 (3), e0151180 (2016).
